2025, Vol. 42文章信息
- 张悦, 孙长岗.
- ZHANG Yue, SUN Changgang.
- 青黄散组分配伍干预急性早幼粒细胞白血病增殖和凋亡的机制研究
- Mechanism study of Qinghuang Powder components combination on proliferation and apoptosis intervention in acute promyelocytic leukemia
- 天津中医药, 2025, 42(7): 902-916
- Tianjin Journal of Traditional Chinese Medicine, 2025, 42(7): 902-916
- http://dx.doi.org/10.11656/j.issn.1672-1519.2025.07.14
-
文章历史
- 收稿日期: 2025-04-09
2. 山东第二医科大学附属中医院, 潍坊 261041
急性早幼粒细胞白血病（APL）是急性髓系白血病（AML）的重要亚型，特征为骨髓中早幼粒细胞异常积聚[1-2]。其最显著分子特征是早幼粒白血病蛋白基因（PML）-维甲酸受体α基因（RARα）融合，该融合基因的形成是由染色体17号和15号易位导致[3-4]。尽管现代医学采用全反式维甲酸（ATRA）与三氧化二砷（ATO）联合治疗取得了显著进展，但仍有一些问题亟待解决[5-8]。因此，探索新型疗法以克服现有治疗局限性具有重要意义。
中医药凭借其整体观念和辨证论治思路为APL治疗提供了全新视角。通过清热解毒、活血化瘀的复方用药策略，不仅可直接抑制白血病细胞增殖，还能调节免疫功能，减轻常规治疗的毒副作用，这种整体治疗思路弥补了现代医学单一靶点干预的不足，为中西医结合治疗白血病奠定了理论基础和实践经验[9-11]。
青黄散是一种传统中药复方，由青黛和雄黄组成，具有解毒、凉血、散瘀、消积的功效，在血液病治疗中展现出独特价值[12-13]。在APL治疗中，青黄散可能通过调控凋亡机制，修复PML-RARα融合蛋白导致的细胞凋亡失调，发挥抗白血病作用。中医理论认为APL属于“温毒”“热毒”范畴，治疗上常采用清热解毒、凉血散瘀等方法[14-16]。青黄散中的青黛（主含靛玉红、靛蓝等成分）具有清热解毒、凉血止血作用，其主要成分靛玉红可抑制白血病细胞增殖并诱导凋亡[17-18]；雄黄（主要成分为二硫化二砷，As2S2）具有解毒化瘀作用，其砷化合物可通过表观遗传调控影响肿瘤细胞分化。ATO（俗称砒霜）已被证实是治疗APL的有效药物[19-21]。值得注意的是，根据《中华人民共和国药典》2020年版第一部记载，雄黄的主要成分是As2S2，因此，青黄散中的雄黄被认为是砷剂治疗APL的传统来源之一[22]。在机制研究方面，雄黄中的砷成分通过降解PML-RARα融合蛋白恢复细胞正常分化[23]；青黛中的靛玉红抑制核因子-κB（NF-κB）等促存活信号[24]。通过表观遗传调控逆转白血病细胞异常表型，增强NK细胞活性，改善肿瘤微环境[25-28]。
在APL研究中，磷脂酰肌醇-3激酶/蛋白激酶通路（PI3K/AKT）信号通路的异常激活与血液病发展密切相关，PML-RARα通过AKT依赖性机制抑制促凋亡蛋白BCL2相关X蛋白（BAX）和BCL2蛋白拮抗剂（BAK）的活性，同时稳定BCL2在细胞线粒体的定位，导致凋亡失衡，促进APL细胞的异常增殖[29-33]。
该研究发现，青黄散的主要有效成分靛玉红和As2S2展现出协同抗APL的潜力。通过Chou-Talalay模型分析证实两者联合使用时发挥显著协同效应，为青黄散的抗肿瘤药理提供了量化基础，也揭示了其在治疗APL中的潜在应用价值。结合药物靶点筛选和转录组测序技术，系统阐明了青黄散通过多靶点协同作用于PI3K/AKT通路核心节点，全面调控APL细胞的增殖、凋亡和分化过程。这一研究不仅为青黄散在APL治疗中的应用提供了理论依据，也为中医药在血液病治疗机制研究提供了新视角。
1 材料NB4人急性早幼粒细胞性白血病细胞（货号：CL-0676）；RPMI-1640培养基（货号：PM150110）购自武汉普诺赛生命科技有限公司；胎牛血清（货号：FSP500）购自依科赛生物科技有限公司；靛玉红（货号：I111268-50 mg）购自上海阿拉丁生化科技股份有限公司；As2S2（货号：017284）购自美国赛默飞世尔科技公司；细胞计数Kit-8（货号：HY-K0301）购自美国MedChemexpress生物科技公司；瑞士-吉姆萨染色液（货号：C0131）购自上海碧云天生物技术有限公司；细胞周期与凋亡检测试剂盒（货号：40301ES60）购自翌圣生物科技（上海）股份有限公司；AnnexinV-FITC/PI细胞凋亡双染试剂盒（货号：556547）购自美国BD公司；蛋白免疫印迹法（Western blot）凝胶试剂盒（货号：PG112/PG114）购自上海雅酶生物医药科技有限公司；PI3Kinase p110α（C73F8）兔单克隆抗体（货号：4249）、磷酸化-PI3Kinase p85（Tyr458）/p55（Tyr199）抗体（货号：4228）、Akt（pan，C67E7）兔单克隆抗体（货号：4691）、磷酸化-Akt（Ser473，D9E）XP兔单克隆抗体Ⓡ（货号：4060）、BCL2（D55G8）兔单克隆抗体（货号：4223）、Bax（货号：D2E11）兔单克隆抗体（货号：5023）购自美国Cell Signaling Technology公司；GAPDH单克隆抗体（货号：60004-1-Ig）、Multi-rAbTM HRP山羊抗兔重组二抗（H+L，货号：RGAR001）、Multi-rAbTM HRP羊抗小鼠重组二抗（H+L，货号：RGAM001）购自武汉三鹰生物技术有限公司。
2 方法 2.1 细胞培养将人源急性早幼粒细胞白血病NB4细胞系在含有10%胎牛血清（FBS）、1%青霉素-链霉素的RPMI-1640完全培养基中培养。细胞置于5% CO2、37 ℃和95%湿度的细胞培养箱中培养，仅选择处于对数生长期、生长状态良好的细胞用于后续实验，以保证实验结果的可靠性和重复性。
2.2 药物制备 2.2.1 As2S2溶液制备将精确称取0.107 g的As2S2（分子量213.97），溶解于25 mL 1 mol/L NaOH溶液中。置于磁力搅拌器上持续搅拌72 h，随后用1 mol/L HCl溶液调整pH至7.35~7.45。用双蒸水（ddH2O）定容至50 mL，经0.22 μm滤膜过滤灭菌，得到浓度为10 mmol/L的As2S2母液。分装于无菌微型离心管中，4 ℃保存。
2.2.2 靛玉红溶液制备精确称取10 mg靛玉红（分子量262.263），溶解于3.81 mL二甲基亚砜（DMSO）溶液中，经0.22 μm滤膜过滤灭菌，得到浓度为10 mmol/L的母液。分装于无菌微型离心管中，避光保存于-80 ℃冰箱。实验时，用完全培养基将母液稀释至所需实验浓度。
2.3 细胞实验 2.3.1 CCK8检测细胞活力将对数生长期的NB4细胞以1×104/每孔接种到96孔板中，每孔体积100 μL，加药处理24 h，其中靛玉红的浓度梯度为0（对照组）、10、20、40、80、160 μmol/L，As2S2的浓度梯度为0（对照组）、2、4、8、16、32 μmol/L，青黄散组分（靛玉红+As2S2）的浓度梯度为0（对照组）、（10+2）μmol/L、（20+4）μmol/L、（40+8）μmol/L、（80+16）μmol/L、（160+32）μmol/L，每孔总体积200 μL，待药物处理完毕后，每孔加入CCK8溶液各20 μL，37 ℃孵育2 h，最后使用酶标仪（BioTek）在450 nm波长条件下测量每孔的吸光度数值。将所有孔的吸光度值导入Graphpad对数据进行定量分析，计算药物的半抑制浓度（IC50）。
2.3.2 Chou-Talalay药物协同已有研究证实协同作用遵循物理化学“质量作用定律”，其简要地说明反应物和产物的浓度比例在平衡的化学反应中是恒定的。根据质量作用定律，周廷超教授进一步开发了Chou-Talalay模型，又称联合指数（CI）方程，用于评价联合用药的协同作用[34-35]。当CI＜1时为协同作用，当CI=1时为加和作用，当CI＞1时为拮抗作用。CI是用于分析固定比例的多组药物组合的协同作用模型。为了计算CI，使用相同的方法测定药物A和B以及其在固定比例下组合的“剂量-效应曲线”，确定达到特定效果的每个单独组分的剂量。然后，基于获得的剂量数据，将两种药物代入公式（1）进行计算，从而判断其相互作用类型（协同、加和或拮抗作用）。CompuSyn药物协同作用计算开源软件，极大地促进了CI药物协同分析方法的应用。通过输入药物A和B及其组合的剂量-效应数据，软件可以生成Fa-CI曲线，该曲线显示所有测试CI值的完整数据集（代表拮抗、加和、协同相互作用）。根据“2.3.1”项结果，对靛玉红和As2S2进行药物协同作用研究。细胞存活率的结果通过Chou-Talalay模型进行分析，以评价靛玉红和As2S2配伍的协同作用，明确最佳协同剂量。
| $ \mathrm{CI}=\frac{\mathrm{D}_1}{\mathrm{~d}_1}+\frac{\mathrm{D}_2}{\mathrm{~d}_2} $ | (1) |
D1和D2：单一药物产生特定效应的剂量（通常为ED50）；d1至d2：组合药物中产生相同特定效应时各个成分的剂量。
2.3.3 瑞士-吉姆萨染色法观察细胞凋亡形态取对数生长期的NB4细胞，按4×105个/孔的密度接种于6孔板中。根据“2.3.2”项结果（下同），分别加入不同浓度的药物（空白对照组、低、中、高剂量组），于37 ℃、5% CO2条件下培养24 h。收集，离心，弃上清。用少量FBS重悬细胞，取5 μL制片，室温晾干。甲醇固定10 min后，加入工作浓度的瑞士-吉姆萨染液，染色10~15 min（根据细胞密度及染色液浓度调整）。蒸馏水轻柔冲洗，自然晾干后于光学显微镜下观察拍照。
2.3.4 AnnexinV/PI双染检测细胞凋亡取对数生长期NB4细胞，按4×105个/孔密度接种于6孔板。分别加入不同浓度的药物（空白对照组、低、中、高剂量组），37 ℃、5% CO2培养24 h。收集细胞，300×g（离心半径16.1 cm）离心4 min，弃上清。4 ℃预冷磷酸盐缓冲溶液（PBS）洗涤2次，用1×Binding Buffer调整细胞浓度至1×106/mL。取100 μL细胞悬液，加入Annexin V-FITC和PI染料（单染及双染组），室温避光孵育15 min。加入400 μL Binding Buffer，400目过滤后30 min内完成流式检测。使用FlowJo V10软件分析数据。
2.3.5 流式细胞术检测细胞周期取对数生长期NB4细胞，按4×105个/孔密度接种于6孔板。分别加入不同浓度的药物（空白对照组、低、中、高剂量组），37 ℃、5% CO2培养24 h。收集细胞，1 000×g（离心半径16.1 cm）离心5 min，PBS洗涤2次。加入1 mL预冷70%乙醇，4 ℃过夜固定。次日收集细胞，1 000×g（离心半径16.1 cm）离心5 min。PBS洗涤后，加入0.5 mL PI染色液，室温避光孵育30 min，400目过滤后上机检测。设定低速流速，收集1×104个细胞，使用FlowJo V10软件分析数据。
2.4 药物-疾病靶点的获取与分析 2.4.1 药物靶点预测采用网络药理学策略预测靛玉红与As2S2的潜在作用靶点。利用Swiss Target Prediction数据库（http://www.swisstargetprediction.ch/）对靛玉红进行靶点预测，排除可能性为0的靶点；通过Super-PRED数据库（http://prediction.charite.de/）预测As2S2的靶点。两个数据库分别基于分子相似性和配体-蛋白结构信息提供互补预测。在PubChem数据库检索两种化合物的理化特性后，通过UniProt数据库对预测靶点进行标准化，消除同义基因名并确保靶点信息一致性。最后，将两种化合物的标准化靶点合并，去除重复项，构建药物成分的综合靶点集。
2.4.2 APL相关靶点筛选以“APL”为关键词在GeneCards数据库（https://www.genecards.org/）进行检索，获取相关基因集。GeneCards整合了NCBI、Ensembl、UniProt等多个权威数据库信息，提供了基因与疾病关联的综合评分（Relevance score），该评分基于直接关联证据、基因表达特征、临床研究数据等多维度指标计算得出。获取初步基因集后，基于关联度评分进行严格筛选（Relevance score≥9），以确保所选基因与APL具有高度相关性。对筛选后的基因进行标准化处理，构建APL疾病靶点库。
2.4.3 靛玉红、As2S2抗APL关键靶点筛选将“2.4.1”项下靛玉红和As2S2成分靶点与“2.4.2”项下所筛选APL靶点取交集，确定药物-疾病共同靶点。交集分析通过在线Venn图工具（https://bioinformatics.psb.ugent.be/webtools/Venn/）可视化，直观展示药物与疾病靶点的重叠关系。
2.4.4 蛋白质-蛋白质互作（PPI）蛋白互作网络分析利用STRING数据库（https://string-db.org/，版本11.5）构建PPI网络。将筛选获得的关键靶点上传至STRING数据库，设置物种为“Homo sapiens”，其他参数选择默认值，下载PPI关系数据并构建PPI网络图。在该图中，每个节点分别表示1个蛋白质，节点之间的连接表示蛋白质之间的相互作用。
2.4.5 GO、KEGG富集分析笔者将获得的靛玉红、As2S2抗APL关键靶点基因通过DAVID软件进行GO和KEGG通路富集分析。GO富集分析包括生物学过程（BP）、细胞组分（CC）和分子功能（MF）3个层面。KEGG分析则聚焦于信号通路富集。设定P＜0.05为显著性阈值，使用微生信软件对结果进行可视化，生成条形图和气泡图。从生物学和生理学角度解释青黄散组分配伍的作用机制。
2.5 转录组测序及分析 2.5.1 样本准备与RNA提取取对数生长期NB4细胞，按1×106个/孔密度接种于6孔板。设对照组（完全培养基）和实验组（青黄散组分配伍）37 ℃、5% CO2培养24 h。收集细胞加入TRIzol，室温裂解5 min。12 000 r/min（离心半径8.5 cm）、4 ℃离心5 min，上清加入异戊醇：氯仿（1∶24）混合。12 000 r/min（离心半径8.5 cm）、4 ℃离心8 min，取上清与异丙醇（2∶3）混合，-20 ℃静置2 h。17 500 r/min（离心半径8.5 cm），4 ℃离心25 min，75%乙醇洗涤，干燥后RNase-free水溶解。
2.5.2 数据分析使用SOAPnuke软件过滤原始数据（raw data），去除：接头污染reads、低质量reads、含量>5%的reads，获得有效的基因表达数据。将clean reads比对至参考基因组，使用RSEM软件定量基因表达水平，使用DESeq2对以上得到的基因表达量数据进行差异基因的分析。以P＜0.05和|logFC|>2.5作为差异表达基因的筛选标准。
2.5.3 青黄散组分配伍作用靶点网络构建及富集分析为阐明差异表达基因间的相互作用关系，将上述得到的差异基因导入STRING数据库并构建基因互作网络。进一步探讨青黄散组分对急性早幼粒细胞白血病的潜在作用机制，采用DAVID数据库进行GO功能注释和KEGG通路富集分析，将标识符设定为“official gene symbol”，物种设置为“homo sapiens”，P＜0.05作为筛选截止条件，以揭示差异基因的生物学功能及其参与的信号通路。
2.6 蛋白免疫印迹法（Western blot）分组与给药同“2.3.3”项，收集药物作用后的NB4细胞，使用RIPA裂解液提取总蛋白，经BCA法定量后加入上样缓冲液，100 ℃煮沸变性。制备SDS-PAGE凝胶，按80 μg/孔加电泳（80 V，15 min）过浓缩胶，分离胶120 V至溴酚蓝条带至底。甲醇活化PVDF膜后转膜。5%脱脂奶粉封闭2 h，TBST洗膜，一抗4 ℃孵育过夜，TBST洗膜3×10 min，二抗（1∶5 000）室温孵育1~2 h，TBST洗膜3×10 min。ECL显影后用化学发光分析仪成像，Image J软件进行灰度值分析。
2.7 统计学方法实验数据以均数±标准差（x±s）表示。采用GraphPad Prism 10.0、Image J和SPSS软件进行数据处理和统计分析。组间比较采用单因素方差分析（one-way ANOVA）或Student’s t检验，P＜0.05表示差异具有统计学意义。
3 结果 3.1 青黄散组分对NB4细胞增殖的抑制作用通过CCK8法检测不同浓度靛玉红和As2S2对NB4细胞增殖的影响。结果显示，两种药物均呈浓度依赖性地抑制NB4细胞增殖。与对照组（0 μmol/L）相比，靛玉红（10、20、40、80、160 μmol/L）和As2S2（2、4、8、16、32 μmol/L）处理24 h后均显著降低了细胞存活率（P＜0.01）。经计算，靛玉红和As2S2对NB4细胞的IC50值分别为108.1 μmol/L和20.96 μmol/L。见图 1。
|
| 注：图A，靛玉红对NB4细胞活性的影响；图B，As2S2对NB4细胞活性的影响；与空白对照组比较，**P＜0.01，***P＜0.001。 图 1 青黄散组分对NB4细胞活性的影响 Fig. 1 Effect of Qinghuang Powder components on NB4 cell viability |
为评价靛玉红和As2S2配伍的协同抗APL作用，采用CCK8法检测两药单用及联用对NB4细胞增殖的影响。结果显示，与单药组相比，联用组显著降低了细胞活力（P＜0.05或P＜0.01）。通过CompuSyn软件进行Chou-Talalay协同性分析，结果显示靛玉红-As2S2（80 μmol/L-16 μmol/L）协同配伍时，其CI值小于1，表明两药具有协同作用，且此剂量为最佳协同配比。据此设定后续实验分组：以80 μmol/L靛玉红和16 μmol/L As2S2配伍为高剂量组，依次倍比稀释设中、低剂量组，并设空白对照组。见图 2。
|
| 注：图A，靛玉红和As2S2联合使用对NB4细胞增殖的抑制作用，与空白对照组比较，*P<0.05，**P<0.01，***P<0.001；图B，效应-联合指数（FaCI）；图C，剂量效应（Dose-Fa）；图D，剂量降低指数-药效（Fa-DRI）；图E，当药效水平（Fa）分别为0.5、0.75和0.9时，单独使用药物A和药物B所需的剂量关系（DoseA-DoseB）；图F，基于Median-Effect方程，药物剂量（Dose）与效应（Fa/Fu）的关系。 图 2 药物协同实验 Fig. 2 Drug synergy experiment |
采用瑞士-吉姆萨染色法观察不同浓度青黄散组分处理24 h后NB4细胞的形态变化。结果显示对照组细胞形态规则，呈圆形或类圆形，边界清晰光滑，核形态完整，染色质疏松；随药物浓度增加，细胞凋亡特征逐渐明显，表现为核固缩、深染，细胞边缘粗糙，出现凋亡小体，并伴有细胞破碎和碎片增多。见图 3。
|
| 注：图A，空白对照组；图B，低剂量组；图C，中剂量组；图D，高剂量组。 图 3 瑞士-吉姆萨染色实验 Fig. 3 Wright-Giemsa staining experiment |
为全面评估青黄散组分对NB4细胞凋亡的影响，采用Annexin V/PI双染色法对处理24 h后的细胞进行了系统分析。结果通过四象限法分析，将早期凋亡（Annexin V+/PI-，Q3象限）和晚期凋亡/坏死（Annexin V+/PI+，Q2象限）细胞比例之和作为总凋亡率指标。结果显示，对照组NB4细胞基础凋亡率仅为7.27%±0.83%，而随着青黄散组分配伍浓度的递增，低、中、高剂量组（分别为靛玉红20 μmol/L+As2S2 4 μmol/L、靛玉红40 μmol/L+As2S2 8 μmol/L、靛玉红80 μmol/L+As2S2 16 μmol/L）细胞凋亡率分别增至8.38%±2.04%、15.26%±2.04%和35.53%±1.90%，呈现显著的剂量依赖性增长趋势。统计分析表明，与对照组相比，中、高剂量组凋亡率显著增加（P＜0.01），而低剂量组与对照组相比差异不显著（P>0.05），表明青黄散组分在达到一定浓度阈值后才能有效诱导NB4细胞凋亡。
进一步分析凋亡类型分布发现，在中、高剂量组中，早期凋亡细胞（Q3象限）比例高于晚期凋亡/坏死细胞（Q2象限）比例，中剂量组的早期凋亡比例为9.73%±1.14%，高于晚期凋亡的5.53%±0.97%；高剂量组的早期凋亡比例为21.62%±2.38%，明显高于晚期凋亡的13.91%±1.86%。而低剂量组中两种凋亡类型比例相近，并未表现出明显差异。这一现象表明，青黄散组分配伍在有效诱导凋亡的浓度下（中、高剂量），主要通过启动早期凋亡程序发挥作用。见图 4。
|
| 注：图A，靛玉红As2S2对NB4细胞凋亡率的影响；图B，细胞凋亡率统计柱状图，与空白对照组（Control）比较，**P<0.01，***P<0.001；图C，靛玉红-As2S2对NB4细胞周期的影响；图D，细胞周期统计柱状图，与空白对照组（Control）比较，*P<0.05，***P<0.001。 图 4 细胞凋亡与细胞周期实验 Fig. 4 Cell apoptosis and cell cycle experiment |
采用PI单染法结合流式细胞术技术系统评估了青黄散组分对NB4细胞周期分布的调控作用。结果显示，对照组NB4细胞主要分布于S期和G2/M期，G0/G1期细胞比例相对较低（37.23%±2.80%），表明对照组细胞处于活跃增殖状态。然而，经青黄散组分配伍处理24 h后，细胞周期分布发生了显著改变。低、中、高剂量组（分别为靛玉红20 μmol/L+ As2S2 4 μmol/L、靛玉红40 μmol/L+As2S2 8 μmol/L、靛玉红80 μmol/L+As2S2 16 μmol/L）的G0/G1期细胞比例依次升至42.87±2.06%、48.80%±1.68%和64.10%±1.57%，呈现明显的剂量依赖性增长趋势。
统计分析表明，中、高剂量组G0/G1期细胞比例较对照组显著增加（P＜0.001），低剂量组也表现出统计学显著性差异（P＜0.05）。值得注意的是，高剂量组的G0/G1期细胞比例（64.1%±1.57%）较对照组（37.23%±2.80%）增加了72.17%，表明青黄散组分配伍在最佳协同配比（靛玉红80 μmol/L+As2S2 16 μmol/L）能强效阻滞细胞周期进程。见图 4。
3.6 药物-疾病靶点的获取与分析 3.6.1 药物相关靶点通过生物信息学方法，笔者系统地预测并分析了靛玉红和As2S2的潜在作用靶点。利用SwissTargetPrediction数据库对靛玉红进行靶点预测，获得潜在靶点52个；同时，通过Super-PRED数据库对As2S2进行靶点预测，获得潜在靶点87个。所有预测靶点经UniProt数据库进行标准化处理后，消除同义基因名并去除重复项，靛玉红和As2S2的靶点集合共包含135个非冗余靶点。这些共同靶点可能是两种成分协同作用的分子基础，为进一步理解青黄散治疗APL的作用机制提供了重要线索。
3.6.2 APL相关靶点在GeneCards数据库中以“APL”为关键词检索，共获得4 068个相关基因。应用关联度评分≥9的筛选标准，最终确定1 289个与APL高度相关的基因，构成了疾病靶点库。这些基因主要涉及细胞分化异常、凋亡抵抗和信号转导紊乱等APL的关键病理特征。
3.6.3 药物-疾病共同靶点为系统探究靛玉红和As2S2对APL的作用机制，笔者对药物靶点与疾病相关基因进行交集分析。将“3.6.1”项获得的135个药物靶点与“3.6.2”项筛选的1 289个APL相关基因进行比对，发现两者存在44个交集靶点。这些交集靶点同时满足“药物可调控”和“疾病相关”两个条件，提示它们可能是青黄散治疗APL的核心作用分子。见图 5。
|
| 图 5 药物-疾病共同作用靶点 Fig. 5 Drug-disease common targets |
为揭示靛玉红和As2S2治疗APL的分子机制网络，笔者对44个药物-疾病交集靶点进行了蛋白质互作（PPI）网络分析。利用STRING数据库获取靶点间的相互作用信息，并通过Cytoscape软件构建可视化网络。在PPI网络分析中，JAK2、STAT1和CDK系列等节点位于网络核心区域，表现出高度连接性和显著的度中心性，提示它们是青黄散组分作用的关键靶点。这些核心节点均与PI3K/AKT信号通路密切关联：SIRT1通过调控AKT磷酸化状态影响细胞存活，JAK2/STAT1作为PI3K/AKT通路上游调控因子参与信号转导，而CDK系列则作为该通路下游效应分子执行细胞周期调控功能。这一网络结构特征与Western blot实验结果相互印证，共同确证PI3K/AKT信号通路是青黄散组分配伍发挥抗APL活性的核心分子机制。见图 6。
|
| 图 6 靛玉红-As2S2抗APL靶点PPI图 Fig. 6 PPI map of anti-APL targets of Indirubin and As2S2 |
为了深入揭示靛玉红和As2S2治疗APL的分子机制，利用DAVID在线分析平台对44个药物-疾病共同靶点进行了富集分析（P＜0.05）。GO功能富集分析揭示了这些靶点的生物学特征：在BP方面，靶点主要参与凋亡过程调控和信号转导；在CC方面，主要定位于细胞质和细胞核；在MF方面，主要涉及蛋白质结合活性，特别是蛋白激酶结合。这些功能特征与APL的病理生理特性高度一致，表明青黄散活性成分可能通过精准调控这些关键生物学过程发挥治疗作用。KEGG通路富集分析进一步揭示了靶点参与的信号网络。结果显示，PI3K/AKT信号通路富集了10个靶点基因，成为最显著的功能通路之一。PI3K/AKT通路在调控细胞存活、增殖和代谢中扮演核心角色，其异常活化与白血病的发生发展密切相关。这一发现提示，靛玉红和As2S2可能通过协同调控PI3K/AKT通路及其下游效应，抑制白血病细胞增殖并促进凋亡，从而发挥协同抗APL作用。这为青黄散治疗APL的分子机制提供了新的理论基础。见图 7。
|
| 注：图A，GO功能富集分析；图B，KEGG通路富集分析。 图 7 关键靶点的GO、KEGG富集分析 Fig. 7 GO and KEGG enrichment analysis of key targets |
采用DESeq2对青黄散组分配伍干预组与对照组APL细胞样本进行差异表达分析。以P＜0.05和|logFC|>2.5为筛选标准，共鉴定出1 767个差异表达基因（DEGs），其中上调基因1 331个（75.3%），下调基因436个（24.7%）。差异表达基因的分布特征通过火山图进行可视化展示，红色和绿色点分别代表显著上调和下调的基因，表明青黄散组分配伍对APL细胞基因表达谱产生了广泛而显著的调控作用。
差异表达基因中，上调最显著的基因包括HMOX1、EGF、SH3BP4、AKR1B10等，这些基因协同参与应激反应、信号转导、免疫调节等白血病发展的关键环节。HMOX1作为血红素代谢关键酶，通过抗氧化作用间接激活AKT信号通路[36]；表皮生长因子（EGF）通过表皮生长因子受体（EGFR）激活PI3K/AKT、有丝分裂原激活蛋白激酶（MAPK）/ERK等通路，是重要的治疗靶点[37]；SH3BP4作为哺乳动物雷帕霉素靶点复合物1（mTORC1）信号通路的负调控因子，可能抑制白血病细胞异常增殖[38-39]；AKR1B10参与脂质及视黄酸代谢，与APL治疗相关[40]。TRBV20OR9-2作为T细胞受体β变异区基因，参与免疫识别及T细胞功能调控，其上调可能反映肿瘤免疫微环境的改变[41]。
下调最显著的基因MIR4740、CCR2、MYC、DEFA4、CHAT在APL中协同调控细胞增殖与分化、免疫功能与炎症应答。MIR4740可能通过张力蛋白同源的基因（PTEN）介导的PI3K/AKT通路负调控白血病细胞存活[42]；CCR2下调可能削弱免疫应答并影响治疗效果[43-44]；MYC下调导致细胞周期阻滞，其异常调控与白血病进展密切相关[45]；DEFA4表达水平可能反映APL细胞的分化状态[46]；CHAT表达下调可能影响神经系统与白血病细胞的互作[47]。
这些差异表达基因相互关联，共同影响APL的发病机制与治疗反应，为青黄散组分抗白血病作用提供了分子基础。见图 8。
|
| 注：图A，差异基因火山图；图B，差异基因聚类热图。 图 8 转录组测序差异基因分析 Fig. 8 Differential gene analysis by transcriptome sequencing |
为揭示基因表达模式的相似性及样本间差异，对差异表达基因的FPKM值进行层次聚类分析。经Z-score标准化处理后构建的基因表达热图显示，样本间表现出良好的生物学重复性，处理组和对照组在聚类树上形成明显分离的两个分支，表明青黄散组分配伍导致了系统性的基因表达改变，进一步证实了其对APL细胞转录组的显著影响。见图 8。
3.7.3 蛋白质相互作用网络分析基于STRING数据库（置信度阈值0.7）构建DEGs的蛋白质相互作用网络，以揭示差异表达基因间的功能关联。在1 767个差异表达基因中，有1 158个基因（65.5%）显示出高度互联的蛋白质相互作用网络。这一高互联性表明，青黄散组分配伍可能通过协同调控多个功能相关的蛋白质，产生系统性的细胞生物学效应。见图 9。
|
| 图 9 PPI蛋白互作网络图 Fig. 9 Diagram of PPI protein interaction network |
差异表达基因的GO富集分析显示，这些基因主要参与炎症反应调节、免疫反应、骨髓微环境调控等生物学过程。KEGG通路分析进一步揭示了差异表达基因显著富集于PI3K-AKT信号通路、Toll样受体信号通路等关键通路。这些富集分析结果表明，青黄散组分配伍可能通过调节炎症和免疫相关通路影响APL细胞的增殖、分化与凋亡。特别值得注意的是，PI3K-AKT信号通路的显著富集与前期靶点预测结果高度一致，进一步验证了该通路在青黄散组分配伍抗APL作用机制中的核心地位。见图 10。
|
| 注：图A，GO功能富集分析；图B，KEGG通路富集分析。 图 10 转录组测序差异基因的GO、KEGG富集分析 Fig. 10 GO and KEGG enrichment analysis of differentially expressed genes by transcriptome sequencing |
为验证药物-疾病靶点预测与转录组测序的分析结果，同时进一步探究青黄散组分配伍抗APL的作用机制，采用Western blot检测关键信号通路相关蛋白的表达变化。结果显示，青黄散组分配伍处理NB4细胞24 h后，PI3K/AKT信号通路组分及细胞凋亡相关蛋白表达出现明显变化。
与对照组相比，青黄散组分配伍处理组中磷酸化PI3K（p-PI3K）表达水平显著降低（P＜0.01），同样，磷酸化AKT（p-AKT）的表达水平也明显下降（P＜0.01）；而总PI3K和AKT蛋白表达水平在各组间比较差异无统计学意义（P>0.05），这表明青黄散组分配伍干预主要抑制其磷酸化激活过程。在凋亡相关蛋白方面，处理组中抗凋亡蛋白BCL2的表达水平显著低于对照组（P＜0.01），而促凋亡蛋白BAX的表达水平则明显升高（P＜0.01）。BAX/BCL2比值在处理组中显著增加，提示细胞向凋亡方向发展。上述结果表明，青黄散组分配伍通过抑制PI3K/AKT信号通路活性并调节BAX/BCL2平衡，促进APL细胞凋亡，这与药物靶点预测和转录组测序分析揭示的分子机制相一致。见图 11。
|
| 注：图A，GAPDH、PI3K、p-PI3K、AKT、p-AKT、BCL2、BAX蛋白印迹图；图B，PI3K相对表达水平统计图；图C，p-PI3K相对表达水平统计图；图D，AKT相对表达水平统计图；图E，p-AKT相对表达水平统计图；图F，BCL2相对表达水平统计图；图G，BAX相对表达水平统计图；与空白对照组（Control）比较，*P<0.05，**P<0.01，***P<0.001。 图 11 不同剂量组对NB4细胞蛋白表达的影响 Fig. 11 Effect of different dose groups on protein expression in NB4 cells |
APL是一种具有特殊生物学特征和临床表现的急性髓系白血病，其发病机制复杂，治疗仍面临一些挑战[48]。近年来，传统中医药在血液病治疗中的应用逐渐受到重视，中药青黄散具有解毒化瘀、调节免疫、抗肿瘤等作用，临床观察表明其在APL治疗中表现出良好的应用前景[49]。本研究通过整合体外实验、转录组测序和药物疾病靶点预测，深入探讨了青黄散在APL治疗中的药理机制，旨在为中医药治疗APL提供新的理论依据，并探索其临床应用的可能性。
通过体外药效学实验体系，系统揭示了靛玉红与As2S2对APL细胞的多层次抑制作用。Chou-Talalay协同指数分析显示，80 μmol/L靛玉红与16 μmol/L As2S2的配伍产生显著协同效应（CI＜1），流式结果显示两者的协同作用最终导致G0/G1期阻滞比例增加（P＜0.05）及凋亡率升高。吉姆萨染色显示的凋亡形态学改变与CCK8活力抑制趋势一致，验证了药效学结果的可靠性。药物协同作用通过多靶点干预，更全面地抑制肿瘤细胞的生存和增殖，增强彼此的药效，降低有效剂量，从而减少不良反应，还可以抑制肿瘤细胞的耐药机制，提高对治疗的敏感性。故该研究采用组分配伍药物协同的方式，使用青黄散中两味药物的主要有效成分即靛玉红和As2S2进行配伍组合，对治疗APL的作用机制进行研究探讨。
基于SwissTargetPrediction和Super-PRED数据库筛选获得药物靶点（Score≥20，P＜0.05），与APL疾病靶点（GeneCards数据库）取交集共获得44个靶点，富集分析发现PI3K/AKT通路在药物-疾病互作网络中占据核心地位。该发现与转录组测序结果形成互证：差异基因的通路富集分析同样指向PI3K/AKT信号通路，提示该通路是青黄散组分发挥作用的“关键枢纽”。这种多组学交叉验证策略（网络预测→组学验证）有效规避了传统网络药理学假阳性率较高的问题。Western blot实验证实PI3K蛋白磷酸化水平的降低（P＜0.01），AKT活性的下降（P＜0.01），从蛋白层面验证了通路抑制的假设。
值得注意的是，流式凋亡与周期结果均显示青黄散组分配伍以浓度依赖性方式诱导凋亡和G0/G1期阻滞，结合Western blot结果（PI3K/AKT通路抑制、BCL2/BAX），提示其机制可能涉及PI3K/AKT通路抑制，该通路异常激活是白血病细胞增殖与存活的关键驱动因素。青黄散通过下调该通路，可能解除对凋亡蛋白BAX的抑制，同时降低抗凋亡蛋白BCL2表达，打破白血病细胞存活平衡。细胞周期调控：G0/G1期阻滞可能与PI3K/AKT下游周期蛋白表达受抑有关，导致细胞无法进入S期进行DNA复制。BAX/BCL2比值的显著升高与Annexin V/PI检测的凋亡率增加（图 4）共同表明，青黄散组分通过线粒体依赖性凋亡通路诱导APL细胞死亡，这一过程与PI3K/AKT信号抑制密切相关。未来研究将优化凋亡检测方法，并结合体内实验进一步验证青黄散组分的凋亡诱导效应。
PI3K/AKT信号通路在多种血液恶性肿瘤中扮演着至关重要的角色，尤其是在白血病中[50]。在临床治疗中，全反式维甲酸（ATRA）和ATO被广泛应用于APL的治疗。这些治疗手段能够降解PML-RARα融合蛋白，抑制PI3K/AKT通路的活性，并下调BCL2的表达[51]。此外，ATO还通过激活p38-MAPK通路拮抗PI3K/AKT的促存活作用，恢复白血病细胞对凋亡信号的敏感性[52]。这些研究结果综合表明，PI3K/AKT通路的抑制不仅能够显著增强APL细胞对药物的敏感性，还为开发新的治疗策略提供了潜在的靶点。本研究中青黄散组分配伍通过下调PI3K/AKT信号通路的关键成分，抑制了APL细胞的增殖并促进了细胞凋亡，证明了PI3K/AKT通路在APL治疗中的重要性。另外，细胞凋亡在血液病治疗中至关重要，研究表明，调节BCL2家族蛋白的表达可以有效诱导白血病细胞的凋亡。青黄散通过调节BCL2和BAX的表达，进一步强化了其凋亡诱导作用，为APL的治疗提供了新的可能。
笔者研究通过多学科结合的方法，系统性地探讨了青黄散组分的作用机制，为中药在现代医学中的应用提供了新的视角。尤其是通过靶点和信号通路的分析，揭示了青黄散在APL治疗中的潜在机制，不仅为中药现代化研究提供了方法学参考，也为开发基于天然产物的疾病治疗策略奠定了理论基础。
尽管本研究通过转录组测序与通路验证初步阐明了青黄散的体外作用机制，但其“多成分-多靶点”特性需要在更复杂的体内微环境中进一步解析。研究的局限性在于目前主要基于NB4细胞系进行体外实验，未来笔者进一步开展动物实验和临床样本验证为青黄散组分的体内药效及安全性提供更全面的证据。
| [1] |
ARBER D A, ORAZI A, HASSERJIAN R, et al. The 2016 revision to the World Health Organization classification of myeloid neoplasms and acute leukemia[J]. Blood, 2016, 127(20): 2391-2405. |
| [2] |
DE THé H, CHEN Z. Acute promyelocytic leukaemia: novel insights into the mechanisms of cure[J]. Nature Reviews Cancer, 2010, 10(11): 775-783. |
| [3] |
PANDOLFI P P, CHEN Z. Acute promyelocytic leukemia: A paradigm for oncoprotein-targeted cure[J]. Cancer Cell, 2017, 32(5): 552-560. |
| [4] |
TESTA U, PELOSI E. Function of PML-RARA in acute promyelocytic leukemia[J]. Transcription Factors in Blood Cell Development, 2024, 321-339. |
| [5] |
LO-COCO F, AVVISATI G, VIGNETTI M, et al. Retinoic acid and arsenic trioxide for acute promyelocytic leukemia[J]. New England Journal of Medicine, 2013, 369(2): 111-121. |
| [6] |
YILMAZ M, KANTARJIAN H, RAVANDI F. Acute promyelocytic leukemia current treatment algorithms[J]. Blood Cancer Journal, 2021, 11(6): 123. |
| [7] |
CHEN C, HUANG X, WANG K, et al. Early mortality in acute promyelocytic leukemia: Potential predictors[J]. Oncology Letters, 2018, 15(4): 4061-4069. |
| [8] |
ZHANG J, GU Y, CHEN B. Mechanisms of drug resistance in acute myeloid leukemia[J]. OncoTargets and Therapy, 2019, 1937-1945. |
| [9] |
薛纯纯, 张娜, 李晓锋, 等. 当代中医药治疗疾病的思路探讨[J]. 中华中医药杂志, 2018, 33(10): 4268-4270. |
| [10] |
叶菁, 章杰, 许鑫雨, 等. 清热解毒药治疗恶性肿瘤研究进展[J]. 中医临床研究, 2024, 16(31): 145-148. DOI:10.3969/j.issn.1674-7860.2024.31.027 |
| [11] |
陈泽, 赵利东, 刘慧杰, 等. 中西医结合治疗急性早幼粒细胞白血病的长期疗效分析[J]. 江苏医药, 2011, 37(11): 1326-1327. |
| [12] |
毛悦, 靳楠, 刘健, 等. 含砷中药复方为主治疗骨髓增生异常综合征中医证型及用药规律研究[J]. 中国中医药图书情报杂志, 2024, 48(2): 63-68. |
| [13] |
邓来军, 董杨, 刘丽娟, 等. 青黄散治疗髓系肿瘤的临床研究进展[J]. 实用中医内科杂志, 2024, 38(4): 30-33. |
| [14] |
吴晓勇, 王云龙. 基于网络药理学探讨青黄散治疗急性早幼粒细胞白血病的作用机制[J]. 贵州中医药大学学报, 2021, 43(4): 32-36. |
| [15] |
刘奎, 张兰红, 徐瑞荣, 等. 雄黄在血液病中应用进展及机制[J]. 辽宁中医药大学学报, 2014, 16(1): 199-201. |
| [16] |
王雪, 孙长岗. 青黛作用于急性幼粒细胞白血病的可视化"药靶蛋白模型"分析[J]. 世界中医药, 2020, 15(12): 1692-1698, 1704. DOI:10.3969/j.issn.1673-7202.2020.12.004 |
| [17] |
YAO Y, LI X, YANG X, et al. Indirubin, an active component of Indigo naturalis, exhibits inhibitory effects on leukemia cells via targeting HSP90AA1 and PI3K/Akt pathway[J]. Anti-Cancer Agents in Medicinal Chemistry, 2024, 24(9): 718-727. |
| [18] |
刘佳, 曾琛, 胡兰萍, 等. 靛玉红对慢性髓性白血病K562细胞增殖的抑制作用[J]. 中医药导报, 2009, 15(2): 10-12. DOI:10.3969/j.issn.1672-951X.2009.02.004 |
| [19] |
窦小转. 雄黄毒性研究进展[J]. 中兽医医药杂志, 2024, 43(2): 38-41. |
| [20] |
孙适然, 程志强. 砷类化合物在抗肿瘤方面的应用思考[J]. 中国医药指南, 2020, 18(28): 37-39. |
| [21] |
张勇, 吴献贤, 张海莹, 等. 三氧化二砷治疗早幼粒细胞白血病和毒性作用研究进展[J]. 中国药理学与毒理学杂志, 2017, 31(6): 675-681. DOI:10.3867/j.issn.1000-3002.2017.06.026 |
| [22] |
国家药典委员会. 中华人民共和国药典: 2020年版第一部[M]. 北京: 中国医药科技出版社, 2020.
|
| [23] |
ZHANG X W, YAN X J, ZHOU Z R, et al. Arsenic trioxide controls the fate of the PML-RARα oncoprotein by directly binding PML[J]. Science, 2010, 328(5975): 240-243. |
| [24] |
SETHI G, AHN K S, SANDUR S K, et al. Indirubin enhances tumor necrosis factor-induced apoptosis through modulation of nuclear factor-κB signaling pathway[J]. Journal of Biological Chemistry, 2006, 281(33): 23425-23435. |
| [25] |
HEREDIA A, DAVIS C, BAMBA D, et al. Indirubin-3'-monoxime, a derivative of a Chinese antileukemia medicine, inhibits P-TEFb function and HIV-1 replication[J]. AIDS, 2005, 19(18): 2087-2095. |
| [26] |
LEE E, KOH Y, HONG J, et al. Recent clinical update of acute myeloid leukemia: Focus on epigenetic therapies[J]. Journal of Korean Medical Science, 2021, 36(13): e85. |
| [27] |
KUMAR P, GAO Q, NING Y, et al. Arsenic trioxide enhances the therapeutic efficacy of radiation treatment of oral squamous carcinoma while protecting bone[J]. Molecular Cancer Therapeutics, 2008, 7(7): 2060-2069. |
| [28] |
ALEX A A, GANESAN S, PALANI H K, et al. Arsenic trioxide enhances the NK cell cytotoxicity against acute promyelocytic leukemia while simultaneously inhibiting its bio-genesis[J]. Frontiers in Immunology, 2018, 9: 1357. |
| [29] |
JIN L, GUAN Y, LI X, et al. Combining network pharmacology, molecular docking and experimental validation to explore the effects and mechanisms of Indirubin on acute lymphoblastic leukemia[J]. Drug Design, Development and Therapy, 2025, 1083-1103. |
| [30] |
SICURELLA M, DE CHIARA M, NERI L M. Hedgehog and PI3K/Akt/mTOR signaling pathways involvement in leukemic malignancies: Crosstalk and role in cell death[J]. Cells, 2025, 14(4): 269. |
| [31] |
李祚涛, 陈小芸, 李海亮, 等. 莪术醇通过PI3K/AKT信号通路介导急性髓系白血病细胞程序性死亡[J]. 中国实验血液学杂志, 2024, 32(6): 1682-1688. |
| [32] |
MORADZADEH M, GHORBANI A, ERFANIAN S, et al. Study of the mechanisms of crocetin-induced differentiation and apoptosis in human acute promyelocytic leukemia cells[J]. Journal of Cellular Biochemistry, 2019, 120(2): 1943-1957. |
| [33] |
ZHANG L, CHEN Q S, XU P P, et al. Catechins induced acute promyelocytic leukemia cell apoptosis and triggered PML-RARα oncoprotein degradation[J]. Journal of Hematology & Oncology, 2014, 7: 1-9. DOI:10.3760/cma.j.issn.0253-2727.2014.01.001 |
| [34] |
ISMAIL J, SHEBABY W, AZAR ATALLAH S, et al. Combination of cannabidiol with cisplatin or paclitaxel analysis using the Chou-Talalay method and chemo-sensitization evaluation in platinum-resistant ovarian cancer cells[J]. Biomedicines, 2025, 13(2): 520. |
| [35] |
CHOU T C. Drug combination studies and their synergy quantification using the Chou-Talalay method[J]. Cancer Research, 2010, 70(2): 440-446. |
| [36] |
HUO L, LIU X, WANG H. Leukemia inhibitory factor attenuates hypoxic-ischemic white matter injury via NLRP3 inflammasome activity suppressing through the Nrf2/HO-1 pathway[J]. Frontiers in Bioscience-Landmark, 2025, 30(3): 36630. |
| [37] |
ZHU N, WEI J, WANG L M, et al. Overexpression of PTPN21 promotes proliferation of EGF-stimulated acute lymphoblastic leukemia cells via the MAPK signaling pathways[J]. Hematology, 2024, 29(1): 2356292. |
| [38] |
尹莎, 刘安生, 樊晔, 等. B细胞发育相关基因在儿童急性B淋巴细胞白血病中的表达及预后意义[J]. 中国实验血液学杂志, 2024, 32(6): 1665-1675. |
| [39] |
BURCKHARDT C J, MINNA J D, DANUSER G. SH3BP4 promotes neuropilin-1 and α5-integrin endocytosis and is inhibited by Akt[J]. Developmental Cell, 2021, 56(8): 1164-1181.e12. |
| [40] |
MACCARI R, OTTANà R. In search for inhibitors of human aldo-keto reductase 1B10(AKR1B10) as novel agents to fight cancer and chemoresistance: Current state-of-the-art and prospects[J]. Journal of Medicinal Chemistry, 2025. |
| [41] |
VLACHONIKOLA E, VARDI A, STAMATOPOULOS K, et al. High-throughput sequencing of the T-cell receptor beta chain gene repertoire in chronic lymphocytic leukemia[J]. Chronic Lymphocytic Leukemia: Methods and Protocols, 2019, 355-363. |
| [42] |
ZHANG Z, SONG W, CHEN W, et al. Unveiling hotspots of emerging research in the miRNA-related mechanism underlying cancer through comprehensive bibliometric analysis with implications for precision medicine and non-invasive diagnostics[J]. Frontiers in Oncology, 2025, 14: 1521251. |
| [43] |
MODAK R V, DE OLIVEIRA REBOLA K G, MCCLATCHY J, et al. Targeting CCL2/CCR2 signaling overcomes MEK inhibitor resistance in acute myeloid leukemia[J]. Clinical Cancer Research, 2024, 30(10): 2245-2259. |
| [44] |
KHOLODNYUK I, RIVKINA A, HIPPE L, et al. Chemokine receptors CCR1 and CCR2 on peripheral blood mononuclear cells of newly diagnosed patients with the CD38-positive chronic lymphocytic leukemia[J]. Journal of Clinical Medicine, 2020, 9(7): 2312. |
| [45] |
LO NIGRO L, ARRABITO M, ANDRIANO N, et al. Characterization of CK2, MYC and ERG expression in biological subgroups of children with acute lymphoblastic leukemia[J]. International Journal of Molecular Sciences, 2025, 26(3): 1076. |
| [46] |
BASINGAB F, ALSAIARY A, ALMONTASHRI S, et al. Alterations in immune-related defensin alpha 4(DEFA4) gene expression in health and disease[J]. International Journal of Inflammation, 2022, 2022(1): 9099136. |
| [47] |
CHOTIRAT S, SURIYO T, HOKLAND M, et al. Cholinergic activation enhances retinoic acid-induced differentiation in the human NB-4 acute promyelocytic leukemia cell line[J]. Blood Cells, Mole-cules, and Diseases, 2016, 59: 77-84. |
| [48] |
JIMENEZ J J, CHALE R S, ABAD A C, et al. Acute promyelocytic leukemia(APL): A review of the literature[J]. Oncotarget, 2020, 11(11): 992-1003. |
| [49] |
ZENG Y, WU M, ZHANG H, et al. Effects of Qinghuang powder on acute myeloid leukemia based on network pharmacology, molecular docking, and in vitro experiments[J]. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine, 2021, 2021(1): 6195174. |
| [50] |
BORNHAUSER B C, BONAPACE L, LINDHOLM D, et al. Low-dose arsenic trioxide sensitizes glucocorticoid-resistant acute lymphoblastic leukemia cells to dexamethasone via an Akt-dependent pathway[J]. Blood, 2007, 110(6): 2084-2091. |
| [51] |
ESMAEILI S, SAFAROGHLI-AZAR A, POURBAGHERI-SIGAROODI A, et al. Activation of PPARγ intensified the effects of arsenic trioxide in acute promyelocytic leukemia through the suppression of PI3K/Akt pathway: Proposing a novel anticancer effect for pioglitazone[J]. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology, 2020, 122: 105739. |
| [52] |
HO S Y, WU W J, CHIU H W, et al. Arsenic trioxide and radiation enhance apoptotic effects in HL-60 cells through increased ROS generation and regulation of JNK and p38 MAPK signaling pathways[J]. Chemico-Biological Interactions, 2011, 193(2): 162-171. |
2. Weifang Hospital of Traditional Chinese Medicine, Shandong Second Medical University, Weifang 261041, China