2026, Vol. 43文章信息
- 熊鹏, 薛瑞文, 王登坤, 等.
- XIONG Peng, XUE Ruiwen, WANG Dengkun, et al.
- 基于NLRP3炎症小体介导的细胞焦亡探究黄竹清脑颗粒对脑缺血再灌注损伤大鼠的神经保护作用
- Exploring the neuroprotective effect of Huangzhu Qingnao Granules on rats with cerebral ischemia-reperfusion injury based on NLRP3 inflammasome-mediated pyroptosis
- 天津中医药, 2026, 43(6): 763-770
- Tianjin Journal of Traditional Chinese Medicine, 2026, 43(6): 763-770
- http://dx.doi.org/10.11656/j.issn.1672-1519.2026.06.14
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文章历史
- 收稿日期: 2026-01-25
2. 陕西中医药大学第一临床医学院, 咸阳 712000
脑卒中是仅次于心血管疾病的全球第二大死亡原因，同时也是导致死亡和肢体/认知残疾的第三大综合原因，极具危害性。据估计，全球每年约有708万人死于中风，脑卒中成本超过8 900亿美元，约占全球GDP的0.66%，造成巨大的经济负担[1]。根据其发病机制，脑卒中分为出血性和缺血性两大类，其中缺血性脑卒中是最常见的类型，在脑卒中整体占比约为85%[2]。缺血性脑卒中首要治疗原则是尽快复通责任血管，然而由于治疗窗狭窄和大量不良反应等限制性因素的影响，只有少部分的患者可以进行血管再通[3]。当缺血性脑卒中血管再通后，缺血的脑组织重新获得血液灌注，可能出现脑组织损伤比缺血期进一步加重的现象，即脑缺血再灌注损伤（CIRI），它是影响缺血性脑卒中预后的重要核心因素之一[4]。研究表明[5]，NOD样受体蛋白3（NLRP3）炎症小体介导的细胞焦亡是CIRI的关键病理机制，NLRP3可通过激活半胱天冬酶-1（Caspase-1）切割Gasdermin D蛋白（GSDMD），诱发胞膜穿孔并释放白细胞介素-18（IL-18）、白细胞介素-1β（IL-1β）促炎因子，这些炎症因子又进一步募集周围免疫细胞至缺血半暗带区域，放大脑内神经炎症反应，加重脑组织损伤。多项研究表明[6-7]，通过抑制NLRP3炎症小体介导的细胞焦亡可减轻CIRI。因而，靶向NLRP3调控细胞焦亡被认为是CIRI的有效治疗策略，但现有NLRP3抑制剂存在脱靶效应及毒性作用等诸多缺陷，临床疗效及安全性不易把握[8]。因此，寻找安全高效的靶向NLRP3的调控药物成为当前研究的热点问题。
黄竹清脑颗粒作为院内制剂，具有健脾化痰通络、通腑醒神开窍之功效，临床疗效显著。前期基础研究也发现，黄竹清脑颗粒干预中风病痰热腑实证大鼠，可降低血清中炎性细胞因子水平，提高脑内Na+-K+-ATP酶活性，减轻脑水肿，还可上调血清抗氧化酶水平以抗氧化应激损伤，抑制神经细胞凋亡[9-11]。尽管当前已有一定证据证实黄竹清脑颗粒对CIRI具有治疗作用，但均浅尝辄止，尚缺乏深入且具体的机制研究。因此本实验拟在前期研究的基础上，旨在通过NLRP3炎症小体介导的细胞焦亡途径，探究黄竹清脑颗粒对CIRI的神经保护作用，为其临床应用提供基础实验依据。
1 材料与方法 1.1 动物及饲养条件40只SPF级雄性SD大鼠，2个月龄，体质量（150±10）g，于成都达硕实验动物有限公司购买，许可证号：SCXK（川）2022-0039。大鼠饲养于陕西中医药大学协同实验中心，12 h/12 h明暗交替，温度（25±3）℃，湿度（55±10）%，噪音≤ 60 dB，自由饮水进食。本研究经陕西中医药大学附属医院实验动物福利伦理委员会批准执行，伦理批号：SZFY20240158-21。
1.2 主要试剂与仪器丁苯酞软胶囊（恩必普药业公司，批号：20240530025）；苏木素、伊红染色试剂（Wanleibio公司，批号：WLA0001a、WLA0029a）；兔NLRP3、胶质纤维酸性蛋白（GFAP）单克隆抗体（英国Abcam公司，批号：ab185211、ab527455）；兔半胱天冬酶-1（Caspase-1）/活化半胱天冬酶-1（Cleaved-Caspase-1）单克隆抗体（美国Proteintech公司，批号：75514-5-Ig、75425-2-Ig）；兔GSDMD/Gasdermin D蛋白N端结构域（GSDMD-N）单克隆抗体（美国Proteintech公司，批号：76110-1-Ig、65841-4-Ig）；兔离子钙结合衔接分子-1（IBA-1）单克隆抗体（英国Abcam公司，批号：ab65214）；羊抗兔IgG-HRP抗体（Wanleibio公司，批号：WLA20407-ab）；IL-18、IL-1β、血清淀粉样蛋白A（SAA）酶联免疫吸附法（ELISA）检测试剂盒（武汉华美生物工程公司，批号：Z0117663、Z0551622、P0623418）；TUNEL细胞凋亡检测试剂盒（Wanleibio公司，批号：15122021）。
BX43光学显微镜（日本Olympus公司，型号：Ⅸ73-U）；多功能酶标分析仪（深圳汇松科技公司，型号：MB-530）；生物样品均质仪（杭州奥盛公司；型号：BioPrep-24）；高速冷冻离心机（日本日立公司，型号：CR22G Ⅱ）；蛋白凝胶电泳系统（美国Bio-RAD公司，型号：Gel Doc XR+）。
1.3 中药溶液制备黄竹清脑颗粒组方：陈皮、茯苓、法半夏各15 g，大黄5 g，竹茹10 g，当归12 g，枳实8 g，黄连3 g均由陕西中医药大学附属医院药剂科提供，全方生药共83 g。上述中药饮片经饮用水中浸泡30 min后，大火煮沸，再文火煎煮30 min，倒出滤液；第2次煎煮，同样加入适量饮用水大火煮沸，再调至文火煎煮20 min，倒出滤液；两次的中药滤液混合。最后经文火慢煎浓缩至含生药1.66 g/mL的药液，室温冷却后于4 ℃密封条件保存，灌胃给药前充分预热。
1.4 模型建立和动物分组40只大鼠经适应性喂养3 d后，随机分为假手术组（8只）与手术组（32只）。手术组大鼠参照文献[12]中的大脑中动脉栓塞再灌注（MCAO/R）模型制备方法进行造模：大鼠麻醉后采取仰卧位固定，切开颈部皮肤并充分暴露颈前肌群，分离右侧颈内动脉、颈外动脉及颈总动脉；于近心端结扎右侧颈总动脉，在距血管分叉5 mm处切开，插入线栓至头部遇轻微阻力（提示线栓以进入大脑中动脉），阻断血流供应。术后常规缝合伤口，涂抹红霉素软膏预防术后感染。计时2 h后，将线栓向外拔出约1 cm以恢复血流再灌注，随后剪去体外剩余栓线。造模期间剔除死亡及造模失败个体，按同条件补充大鼠，确保每组最终存活至少8只。造模成功判定的标准[13]：缺血侧（右侧）眼球呈暗灰白色，伴对侧（左侧）肢体瘫痪、站立不稳或提尾时向单侧转圈，并使用Zea-longa神经功能评分量表对其进行标准化评分，纳入≥1分的大鼠入组。假手术组只暴露颈动脉而不插入线栓。
造模评估确认后，手术组造模成功26只大鼠，死亡6只，死亡率为18.75%，从中选取24只再次随机分为3组：模型组（8只）、丁苯酞组（8只）、黄竹清脑颗粒组（8只）。
1.5 药物干预造模成功次日起实施药物干预。参考人与实验动物间药量换算方法[14]，丁苯酞组给予9 mg/kg丁苯酞混悬液灌胃；黄竹清脑颗粒组灌胃生药浓度为6 g/kg的药液；假手术组与模型组均以10 mL/kg生理盐水灌胃，各组均每日给药1次，连续干预4周。
1.6 指标检测 1.6.1 行为学测试及取材灌胃4周后，使用Zea-longa评分法对大鼠神经功能缺失进行评估[15]。计分标准如下：无明显神经功能缺损计0分；左前肢无法充分伸展计1分；行走时向左侧转圈计2分；行走时向左侧倾斜计3分，肢体瘫痪或无法行走或失去知觉计4分。分数越高表明神经功能缺损越严重。
行为学测试结束后进行取材。首先对大鼠称体质量，然后配制20%浓度的乌拉坦溶液，按照100 g/mL浓度腹腔注射麻醉大鼠。麻醉后经腹主动脉取血，血液于室温下静置1.5 h，以3 000 r/min离心10 min（离心半径10 cm），移液枪小心抽取上清于-80 ℃冰箱保存。取血后以生理盐水行心脏灌注，待大鼠口唇转为苍白，断头取脑，再用生理盐水充分冲洗脑组织，一部分大脑完整固定于4%多聚甲醛中，用于病理切片观察；一部分脑组织用无菌手术刀分割成适当大小，然后经液氮速冻后于-80 ℃冰箱保存，用于蛋白检测。
1.6.2 氯化三苯基四氮唑（TTC）染色法测定脑梗死面积麻醉后断头取脑，将新鲜脑组织置于-20 ℃冷冻15 min，将小脑及嗅球部位切除，以冠状位将剩余脑组织均匀切成5片，每张切片厚度约为2 mm，随即将每张脑切片立即浸入0.4% TTC染液，在37 ℃条件下避光孵育，期间每隔5 min翻动脑切片1次。肉眼观察染色情况，正常组织为红色，梗死区域呈现灰白色。确保染色成功后，将脑切片转入4%多聚甲醛溶液中固定。固定6 h后拍照，然后使用Image-Pro Plus 6.0图像分析系统对每张脑片进行扫描，测量梗死面积及脑片总面积，计算并比较各组大鼠脑梗死面积占比情况。
1.6.3 苏木精-伊红（HE）染色观察大鼠脑组织病理变化取出固定于4%的多聚甲醛的脑组织，经梯度乙醇脱水，石蜡包埋后，用切片机对脑组织进行切片，行HE染色后于光学显微镜下观察脑组织形态学变化情况。
1.6.4 ELISA检测脑组织中IL-18、IL-1β、SAA水平取适量脑组织样本，冰上匀浆，4 ℃条件下3 500 r/min，离心半径10 cm，离心10 min，取上清，按照ELISA试剂盒说明书操作，使用酶标仪在450 nm处读取各孔吸光度，通过标准曲线计算每个样品蛋白水平。
1.6.5 脱氧核糖核苷酸末端转移酶介导的缺口末端标记法（TUNEL）染色观察细胞凋亡水平室温下，将切片用平衡缓冲液覆盖，加入50 μL TUNEL反应混合液，于37 ℃条件下进行标记60 min。采用DAPI对细胞核实施标记后，随后在荧光显微镜下进行摄片，随机选取5个视野，借助Image-Pro Plus 6.0软件开展TUNEL原位染色的荧光定量分析，以此对细胞凋亡水平进行评估。
1.6.6 免疫荧光双染法检测脑组织中IBA-1、NLRP3阳性表达情况脑切片抗原修复后，使用10% BSA进行封闭处理，时长30 min，随后加入一抗（IBA-1抗体），在4 ℃条件下孵育24 h，孵育结束后，添加HRP标记的二抗，继续孵育50 min。完成后滴加TSA溶液，避光孵育10 min。然后再次使用EDTA进行抗原修复，通过微波炉加热处理以去掉已结合的一抗二抗后，再次滴加一抗（NLRP3抗体），于4 ℃条件下孵育24 h，之后加入对应的二抗，继续避光孵育50 min。采用DAPI对细胞核进行复染，室温避光孵育10 min，随后将切片置于自发荧光淬灭剂中处理5 min，完成后进行封片处理。最后在暗室条件下使用倒置荧光数码显微镜观察。
1.6.7 蛋白免疫印迹法（Western Blot）检测脑组织中NLRP3、GSDMD、GSDMD-N、Caspase-1、Cleaved-Caspase-1、GFAP蛋白相对表达量取适量脑组织，置于液氮中充分研磨后，加入含蛋白酶抑制剂的裂解液，于冰上裂解30 min，离心10 min（4 ℃，12 000 r/min，离心半径10 cm），收集上清，采用BCA法进行蛋白定量；然后取适量蛋白样品进行电泳分离，其中5%浓缩胶电压设置为60 V，10%分离胶电压设置为90 V；电泳结束后，以280 mA电流进行湿转1.5 h，转模完成后，用5%脱脂牛奶封闭1 h，随后加入按1∶1 000稀释比例稀释的一抗（NLRP3、GSDMD、GSDMD-N、Caspase-1、Cleaved-Caspase-1、GFAP），于4 ℃孵育过夜，次日用TBST漂洗3次，加入二抗（稀释比列1∶5 000），室温孵育1 h，随后添加ECL发光液并在暗室中曝片拍摄。最后用Image J v1.8.0软件分析各条带灰度值，统计各组目标蛋白与β-actin灰度值的比值。
1.7 统计学方法实验数据采用SPSS 26.0统计软件进行分析。结果均以均数±标准差（x±s）表示，组间数据比较采用单因素方差分析，若方差齐性则使用用LSD法进行组间多重比较，若方差不齐则用Dunnett’s T3法。P＜0.05为差异具有统计学意义。
2 结果 2.1 黄竹清脑颗粒对MCAO/R大鼠神经功能缺失及脑梗死面积的影响与假手术组比较，模型组大鼠Zea-longa评分及脑梗死面积均明显增加（P＜0.01）；与模型组比较，丁苯酞组及黄竹清脑颗粒组大鼠Zea-longa评分及脑梗死面积均不同程度降低（P＜0.05或P＜0.01）；丁苯酞组和黄竹清脑颗粒组大鼠Zea-longa评分及脑梗死面积比较差异无统计学意义（P＞0.05）。见图 1、表 1。
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| 图 1 各组大鼠脑梗死情况（TTC染色） Fig. 1 Cerebral infarction status of rats in each group (TTC staining) |
| 组别 | 动物数 | Zea-longa评分（分） | 脑梗死面积占比（%） |
| 假手术组 | 8 | 0.0±0.00 | 0.00±0.00 |
| 模型组 | 8 | 3.2±0.84** | 33.23±4.91** |
| 丁苯酞组 | 8 | 1.6±0.89## | 21.56±7.14## |
| 黄竹清脑颗粒组 | 8 | 2.0±0.71# | 23.03±8.65## |
| 注：与假手术组比较，**P＜0.01；与模型组比较，#P＜0.05，##P＜0.01。 | |||
假手术组大鼠脑内神经细胞排列紧密有序，形态结构未见明显异常，未观察到显著病理学改变；模型组大鼠脑内神经细胞排列紊乱松散，胞体肿胀，胞膜溶解，出现核固缩、深染现象，正常的神经细胞数量减少；丁苯酞组及黄竹清脑颗粒组大鼠脑内神经细胞病变相对较轻，神经细胞排列较为整齐，正常神经细胞数目相对较多。见图 2。
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| 图 2 各组大鼠脑组织病理改变情况（HE染色，×200） Fig. 2 Pathological changes of brain tissue of rats in each group (HE staining, ×200) |
与假手术组比较，模型组大鼠脑组织中IL-18、IL-1β、SAA水平明显增加（P＜0.01）；与模型组比较，丁苯酞组及黄竹清脑颗粒组大鼠脑组织中IL-18、IL-1β、SAA水平均明显下降（P＜0.01）；与丁苯酞组比较，黄竹清脑颗粒组大鼠脑组织中IL-18、SAA水平均明显降低（P＜0.05或P＜0.01）。见表 2。
| 组别 | 动物数 | IL-18（pg/mg prot） | IL-1β（pg/mg prot） | SAA（μg/mg prot） |
| 假手术组 | 8 | 47.03±1.54 | 32.44±0.97 | 0.51±0.02 |
| 模型组 | 8 | 165.46±2.75** | 104.12±1.72** | 1.72±0.02** |
| 丁苯酞组 | 8 | 94.95±2.63## | 58.45±2.21## | 1.04±0.03## |
| 黄竹清脑颗粒组 | 8 | 81.78±4.18##▲▲ | 64.15±1.38## | 0.85±0.01##▲ |
| 注：与假手术组比较，**P＜0.01；与模型组比较，##P＜0.01；与丁苯酞组比较，▲P＜0.05，▲▲P＜0.01。 | ||||
与假手术组比较，模型组大鼠脑组织细胞凋亡率明显增加（P＜0.01）；与模型组比较，丁苯酞组及黄竹清脑颗粒组大鼠脑组织细胞凋亡率明显下降（P＜0.01）；与丁苯酞组比较，黄竹清脑颗粒组细胞凋亡率显著增加（P＜0.05）。见图 3、表 3。
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| 图 3 各组大鼠脑组织细胞凋亡情况（TUNEL染色，×400） Fig. 3 Apoptosis of brain tissue cells of rats in each group (TUNEL staining, ×400) |
| 组别 | 动物数 | 细胞凋亡率（%） |
| 假手术组 | 8 | 4.17±1.08 |
| 模型组 | 8 | 63.72±9.57** |
| 丁苯酞组 | 8 | 19.08±8.62## |
| 黄竹清脑颗粒组 | 8 | 27.80±5.39##▲ |
| 注：与假手术组比较，**P＜0.01；与模型组比较，##P＜0.01；与丁苯酞组比较，▲P＜0.05。 | ||
与假手术组比较，模型组大鼠脑组织中IBA-1、NLRP3蛋白阳性表达明显增加（P＜0.01）；与模型组比较，丁苯酞组及黄竹清脑颗粒组大鼠脑组织中IBA-1、NLRP3蛋白阳性表达明显下降（P＜0.01）；与丁苯酞组比较，黄竹清脑颗粒组大鼠脑组织中IBA-1蛋白阳性表达显著下降（P＜0.05），NLRP3蛋白阳性表达差异无统计学意义（P＞0.05）。见图 4、表 4。
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| 注：A为假手术组，B为模型组，C为丁苯酞组，D为黄竹清脑颗粒组。IBA-1阳性表达呈红色，NLRP3阳性表达呈绿色，DAPI核染呈蓝色。 图 4 各组大鼠脑组织IBA-1和NLRP3阳性表达情况（免疫荧光双染，×400） Fig. 4 Positive expression of IBA-1 and NLRP3 in brain tissue of rats in each group (immunofluorescence double staining, ×400) |
| 组别 | 平均荧光强度 | |
| IBA-1 | NLRP3 | |
| 假手术组 | 1.00±0.08 | 1.00±0.11 |
| 模型组 | 3.16±0.29** | 3.79±0.46** |
| 丁苯酞组 | 1.97±0.20## | 1.58±0.25## |
| 黄竹清脑颗粒组 | 1.36±0.17##▲ | 1.61±0.31## |
| 注：与假手术组比较，**P＜0.01；与模型组比较，##P＜0.01；与丁苯酞组比较，▲P＜0.05。 | ||
与假手术组比较，模型组大鼠脑组织中NLRP3、GSDMD-N、Cleaved-Caspase-1、GFAP蛋白相对表达量明显增加（P＜0.01）；与模型组比较，丁苯酞组及黄竹清脑颗粒组大鼠脑组织中NLRP3、GSDMD-N、Cleaved-Caspase-1、GFAP蛋白相对表达量明显降低（P＜0.01）；与丁苯酞组比较，黄竹清脑颗粒组大鼠脑组织中GFAP蛋白相对表达量明显增加（P＜0.05）。见图 5、表 5。
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| 注：A为假手术组，B为模型组，C为丁苯酞组，D为黄竹清脑颗粒组。 图 5 各组大鼠脑组织NLRP3、GSDMD、GSDMD-N、Caspase-1、Cleaved-Caspase-1、GFAP蛋白免疫印迹图 Fig. 5 Western Blot images of NLRP3, GSDMD, GSDMD-N, Caspase-1, Cleaved-Caspase-1 and GFAP proteins in brain tissue of rats in each group |
| 组别 | NLRP3/β-actin | GSDMD/β-actin | GSDMD-N/β-actin | Caspase-1/β-actin | Cleaved-Caspase-1/β-actin | GFAP/β-actin |
| 假手术组 | 0.15±0.02 | 0.62±0.02 | 0.13±0.03 | 0.78±0.03 | 0.19±0.01 | 0.32±0.07 |
| 模型组 | 0.53±0.01** | 0.66±0.03 | 0.93±0.06** | 0.80±0.04 | 0.69±0.02** | 1.26±0.05** |
| 丁苯酞组 | 0.36±0.05## | 0.63±0.03 | 0.20±0.05## | 0.75±0.02 | 0.29±0.01## | 0.53±0.15## |
| 黄竹清脑颗粒组 | 0.41±0.08## | 0.65±0.01 | 0.23±0.06## | 0.77±0.04 | 0.32±0.11## | 0.75±0.17##▲ |
| 注：与假手术组比较，**P＜0.01；与模型组比较，##P＜0.01；与丁苯酞组比较，▲P＜0.05。 | ||||||
脑缺血再灌注损伤（CIRI）是缺血性脑卒中血管再通后面临的首要问题，如何最大限度地挽救缺血半暗带，降低继发性脑损害，是改善缺血性脑卒中临床预后的关键。目前在CIRI的临床治疗中尚缺乏有效药物，传统中医药手段具有独特优势。CIRI在中医理论中隶属于“中风”病范畴，其发病机制错综复杂，多由肝风升动，则气血逆乱，导致脑窍蒙塞闭阻，或因气虚血瘀，致使脑脉痹阻不通；抑或痰浊痹阻诸窍，造成脉络阻滞。可引发腑气不通，加之病后患者长期卧床、饮食失养、误治等因素，进一步致脾胃升降失常，运化传导失职，糟粕内停而加重腑实证候。现代研究也表明[16-18]，脑缺血卒中后自主神经功能紊乱、应用高渗脱水剂、长期卧床及肢体活动障碍、抑郁焦虑等情绪障碍均易导致大便不通，而长期便秘可致肠道内毒素积累，引发慢性炎症反应，破坏肠上皮屏障，使外周血液内毒素和炎症细胞因子增加并通过血脑屏障涌入中枢神经系统，从而加重神经损伤。
黄竹清脑颗粒作为院内制剂，临床应用颇久[19-20]，其组方原理是基于中风病“痰、瘀、热、毒互结，腑气不通”的核心病机。毒邪败坏形体，痰瘀血脉痹塞，则脑络不通，痰瘀久郁而化热，从而多以痰热腑实、瘀热毒邪互结呈现，使神明蒙蔽，脑络失养。因此，“化痰通腑法”被视为治疗中风病的关键治法[21]。通过通利腑气，可使逆乱之气机与失和之气血得以顺畅。该方中黄连清热泻火解毒，半夏燥湿化痰，两药合用，辛开苦降，使气机得以调畅；大黄荡涤胃肠以推陈致新，调中化气；当归不仅养血活血，又可润燥滑肠；陈皮理气健脾、燥湿化痰；枳实可开脾气之郁结，宽中理气，行滞消胀；竹茹偏治热痰及胃热呕哕；陈皮、枳实、竹茹、茯苓相互配伍能使后天之脾胃得以健运，胃和则痰化。诸药合用共奏健脾化痰通络、通腑醒神开窍之功效[22]。丁苯酞是中国缺血性脑血管疾病的临床常用药物，可通过降低细胞内钙离子浓度，抑制谷氨酸释放，清除氧自由基，发挥抗氧化应激等作用，对CIRI的多个病理环节具有保护作用[23]，同时对于抑制神经细胞凋亡、改善脑代谢及缺血区域微血循环等亦有调节作用[24]。因此，本研究选用丁苯酞作为阳性药物对照。本次研究发现，丁苯酞组大鼠Zea-longa评分及脑梗死面积均下降，脑组织病理损伤减轻，细胞凋亡率下降，表明丁苯酞对于CIRI具有明确的治疗作用，与既往相关研究结果一致[25]。进一步研究发现，黄竹清脑颗粒也可降低MCAO/R大鼠Zea-longa评分及脑梗死面积，减轻大鼠脑组织病理损伤，抑制神经细胞凋亡；但与丁苯酞组比较，黄竹清脑颗粒组细胞凋亡率显著增加，表明其在抑制细胞凋亡方面与丁苯酞存在一定差距。
NLRP3炎症小体介导的细胞焦亡是CIRI脑内炎症级联反应启动的重要信号途径[5]。脑缺血再灌注后，促使缺血半暗带内细胞线粒体产生大量活性氧，通过氧化应激反应进一步诱导NLRP3炎症小体的激活，继而与ASC、pro-Caspase-1前体蛋白组装成炎症小体复合物，然后自体水解化以激活Caspase-1。一方面，活化的Caspase-1能够直接促进炎症因子前体IL-18和IL-1β的成熟与释放；另一方面，Caspase-1又能够切割焦亡效应蛋白GSDMD为N端残基片段GSDMD-N，GSDMD-N与细胞膜结合可形成10~15 mm的膜孔，细胞内外渗透性发生剧烈改变，导致胞膜破裂并释放大量成熟的促炎因子，从而引发脑内级联炎症反应，加速神经细胞坏死[26]。小胶质细胞和星形胶质细胞是脑内的重要免疫细胞，是介导神经免疫炎症反应的核心细胞类型，IBA-1被认为是小胶质细胞活化的特异性标志物[27]，而GFAP被认为是星形胶质细胞活化的特异性标志物，其两者表达的升高被认为是脑内炎症级联反应激活的关键指标[28]。GSDMD-N是GSDMD的N端结构域，具有膜打孔活性，是细胞发生焦亡的核心功能区域[29]；Cleaved-Caspase-1是Caspase-1的活化形式，是细胞焦亡发生后参与炎症因子成熟与释放的关键效应分子[30]。相关研究表明[31]，不同剂量丁苯酞可通过NLRP3炎性小体信号通路抑制细胞焦亡，改善CIRI，且治疗效果呈剂量依赖趋势。本次研究结果也发现，丁苯酞组大鼠脑内NLRP3蛋白阳性表达明显下降，且脑组织中GSDMD-N、Cleaved-Caspase-1、GFAP蛋白相对表达量降低，脑内IL-18、IL-1β、SAA水平下降，与前人研究结果基本一致。进一步研究发现，黄竹清脑颗粒也可降低大鼠脑组织中IL-18、IL-1β、SAA水平，且下调脑组织中IBA-1、NLRP3蛋白阳性表达，降低脑组织中NLRP3、GSDMD-N、Cleaved-Caspase-1、GFAP蛋白相对表达量，表明黄竹清脑颗粒可抑制NLRP3炎症小体的激活，降低细胞焦亡相关效应因子的表达，从而减少脑内促炎因子的释放水平。值得注意的是，黄竹清脑颗粒在降低脑组织炎症因子水平方面可能优于丁苯酞。
综上，黄竹清脑颗粒对于CIRI具有保护作用，可减轻MCAO/R大鼠神经病理损伤，抑制神经细胞凋亡，改善神经运动功能缺损，其机制可能是通过抑制NLRP3炎症小体激活，从而抑制神经细胞焦亡，减少神经促炎因子的释放，减轻脑缺血再灌注后的神经炎症性再损伤。
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2. The First Clinical Medical College, Shaanxi University of Chinese Medicine, Xianyang 712000, China