天津中医药大学学报  2025, Vol. 44 Issue (12): 1127-1136

文章信息

张荣涛, 王曦, 安辰, 毛红菊, 杨剑
ZHANG Rongtao, WANG Xi, AN Chen, MAO Hongju, YANG Jian
外泌体在肺部疾病诊断与治疗中的作用及中药干预策略研究
Investigating the role of exosomes in the diagnosis and treatment of pulmonary diseases, along with traditional Chinese medicine intervention strategies
天津中医药大学学报, 2025, 44(12): 1127-1136
Journal of Tianjin University of Traditional Chinese Medicine, 2025, 44(12): 1127-1136
http://dx.doi.org/10.11656/j.issn.1673-9043.2025.12.10

文章历史

收稿日期: 2025-07-17
外泌体在肺部疾病诊断与治疗中的作用及中药干预策略研究
张荣涛1 , 王曦1 , 安辰1 , 毛红菊2 , 杨剑1     
1. 天津中医药大学, 国家组分中药重点实验室, 天津 301617;
2. 中国科学院上海微系统与信息技术研究所, 传感技术联合国家重点实验室, 上海 200050
摘要: 外泌体作为细胞分泌的纳米级胞外囊泡,其表面和内部分布多种携带宿主信息的生物分子。作为细胞间通讯的重要介质,外泌体通过动态调控活性成分释放参与疾病进程,其全身性递送特性与中医整体观强调的“脏腑相关、形神统一”动态平衡机制高度契合。研究证实,外泌体在肺癌、急性肺损伤及慢性阻塞性肺病等疾病中具有双重作用:既可介导痰瘀毒邪扩散加重肺络损伤,又能传递修复信号促进气血调和,这一双向调节特性为肺部疾病诊疗提供了新策略。文章系统解析了外泌体生物发生机制、异质性特征及分离技术进展,重点论述其在肺部疾病分子诊断与治疗中的应用进展,并揭示了中药活性成分及复方通过调控外泌体改善治疗肺病的作用机制,为肺病中西医协同诊疗体系的创新构建提供理论依据。
关键词: 外泌体    肺部疾病    诊断    治疗    中药    
Investigating the role of exosomes in the diagnosis and treatment of pulmonary diseases, along with traditional Chinese medicine intervention strategies
ZHANG Rongtao1 , WANG Xi1 , AN Chen1 , MAO Hongju2 , YANG Jian1     
1. State Key Laboratory of Component-Based Chinese Medicine, Tianjin University of Traditional Chinese Medicine, Tianjin 301617, China;
2. State Key Laboratory of Transducer Technology, Shanghai Institute of Microsystem and Information Technology, Chinese Academy of Sciences, Shanghai 200050, China
Abstract: Exosomes act as nanoscale extracellular vesicles secreted by cells with a variety of biomolecules carrying host information distributed on their surface and inside. As important mediators of intercellular communication, exosomes participate in the disease process by dynamically regulating the release of active ingredients. Its systemic delivery characteristics are highly compatible with the dynamic equilibrium mechanism emphasised by the holistic view of traditional Chinese medicine, which is "correlation of internal organs, unity of form and spirit". Research has confirmed that exosomes have a dual role in lung cancer, acute lung injury and chronic obstructive pulmonary disease. It can mediate the diffusion of phlegm and stasis toxins to aggravate lung injury, and also transmit repair signals to promote the regulation of qi and blood. This bi-directional regulation provides a new strategy for the diagnosis and treatment of lung diseases. The article systematically analyses the mechanism of exosome biogenesis, heterogeneous characteristics and the progress of isolation technology, and focuses on its application in the molecular diagnosis and treatment of lung diseases, and reveals the mechanism of the active ingredients of traditional Chinese medicines and the complexes to improve the treatment of lung diseases through the modulation of the exosomes, which will provide the theoretical basis for the construction of the innovation of the synergistic diagnostic and treatment system of traditional Chinese medicine and western medicine for lung diseases.
Key words: exosomes    lung diseases    diagnosis    treatment    traditional Chinese medicine    

中医基础理论认为,肺为“华盖”,主气,司呼吸,其疾多因外邪侵袭、脏腑失调及气血津液运化失常所致。外感六淫(如风寒闭肺、燥热伤津)可致肺失宣降,引发咳喘、鼻塞;内伤七情或劳倦耗气,则肺气亏虚,卫外不固,易生虚劳久嗽;痰浊壅肺、瘀血阻络者,多因脾失健运、肾不纳气,水液停聚成痰,阻滞气机,发为哮证、肺胀。西医中常见的肺相关疾病有肺癌、肺炎、慢性阻塞性肺病、肺纤维化和哮喘,肺病在临床上表现出发病率高、病理过程复杂等特点,尽管西医技术在不断完善,如药物靶向治疗、手术切除及免疫治疗等,但仍面临高死亡率、难以及时发现和治疗周期长等挑战。因此,深入研究肺相关疾病的发病机制,增加有效的治疗策略,探索新的疾病生物标志物[1]是必要的。

现代研究发现,外泌体(Exo)作为信号传递生物分子,在肺部疾病中既可载运生物分子加剧痰瘀毒邪的扩散[2],又能传递修复信号促进肺络通调[3],或成为调和肺脏气血、祛邪扶正的新靶点。Exo全身递送的特点与中医整体观也极为相似,中医整体观以《黄帝内经》“天人相应”理论为核心,强调机体“形神合一”的动态平衡(《素问·阴阳应象大论》:“阴阳者,天地之道也,万物之纲纪。”)研究发现,Exo作为“微观气络”载体,通过跨器官递送微小RNA(miRNA)、蛋白质等生物活性物质[4],实现“以通为用”的生理调控(《类经·经络类》张介宾注:“气脉常通,乃得其全。”)这与《伤寒论》“六经传变”揭示的整体病机传导路径存在分子层面的同构性。例如,肺源性Exo可经循环系统调控肾组织基因表达[5],恰如中医“肺肾相生”理论所述“金水相生”的五行生克关系。中药复方通过调节Exo miRNA[6],在分子水平再现了《医学衷中参西录》“治本之道,必先调其阴阳”的整体治疗原则,证实了传统理论“司外揣内”(《灵枢·外揣》)诊断思维与现代Exo生物标志物研究的科学互通性。

文章系统论述了Exo的发生机制及组成,比较了Exo不同分离和检测方法的优劣,特异性的Exo可以为不同肺部疾病,包括肺癌、急性肺损伤(ALI)、慢性阻塞性肺病(COPD)和哮喘等的诊断和治疗提供新策略,同时概述了中药在治疗肺部疾病过程中Exo的作用。旨在为Exo在相关肺疾病中的应用提供新的治疗思路和方法。

1 外泌体特性及常见发生机制 1.1 外泌体组成及其异质性

Exo已在多种体液中被发现,它们的组成成分繁多而复杂,内部含有丰富的生物大分子,如DNA、RNA、蛋白质和脂质[7]。大多数Exo还含有一组进化保守的蛋白质,包括四跨膜蛋白、热休克蛋白、ALG-2相互作用蛋白X(ALIX)和肿瘤易感基因101(TSG101);此外,Exo膜上含有胆固醇、鞘磷脂、磷脂酰肌醇、神经酰胺以及与几种蛋白质相关的脂筏。

细胞间的差异[8]、生理状态的差异[9]和环境的改变[10]等因素是导致Exo异质性的主要原因,Exo异质性主要体现在其大小、密度、黏度[11]和生物分子表达的差异。尺寸的差异在很大程度上影响了Exo内含物的量,150 nm的Exo要比50 nm的Exo多9倍的表面积和27倍的体积,这意味着两者在运输生物分子方面可能存在极大的差异。分布于Exo膜表面的膜蛋白同样受到尺寸差异的影响,较小的Exo与较大的Exo相比具有差异富集[12],即便是由同一细胞分泌的尺寸接近的Exo,在膜蛋白组成方面仍存在很大差异,RandyPCarney研究团队发现[13],使用不同癌症标志物分离得到的癌细胞Exo,经检测发现Exo膜上跨膜蛋白表达量有显著的差异,这一发现表明,基于跨膜蛋白捕获的Exo对于癌症敏感性的区分有着巨大的影响。

另一方面,内含物组成的差异也反映了Exo的异质性。不同生长周期或微环境下的同一细胞分泌的Exo,其内含物和数量存在显著差异;不同来源的Exo表现出现截然不同的生理作用。Yokoi等[14]研究发现,癌症患者腹水来源的Exo表现出明显的位置特异性,不同位置的Exo具有独特的miRNA谱,该发现将有助于癌症诊断、分期评估和定制不同的临床治疗策略。Zheng等[15]通过使用尺寸液相色谱分离尿液中不同尺寸的Exo,糖蛋白和磷酸化蛋白组学分析结果显示,不同大小的Exo亚群在翻译后修饰的蛋白含量方面存在显著差异,该发现对解析Exo异质性与功能的关系提供了新思路。

1.2 外泌体的生物发生机制

Exo是一类由细胞主动分泌的、具有双层膜结构的,直径约为40~160 nm的细胞外囊泡。如图 1所示,Exo的生物发生过程可概述为:细胞外基质中的蛋白质、脂质、小分子物质和离子等,靠近细胞膜时,引发质膜第一次向内凹陷,形成早期核内体(又称为早期分选内体)。早期核内体在反式高尔基网络、内质网和线粒体的共同作用下逐渐成熟为晚期核内体[16],最终形成多囊泡体(MVB),也称为多泡内体。后通过内吞体分选转运复合物(ESCRT)依赖的分拣机制及与ESCRT无关的机制的共同调节下,细胞质内的货物被特异性地分拣进入囊泡内,MVB通过内陷形成包裹多个腔内囊泡(ILV)的囊泡体,此时的ILV即为Exo的前体。随后,MVB在对接蛋白的帮助下停靠在质膜的腔侧,通过胞吐作用释放具有双层膜结构的Exo[7]。研究表明细胞内存在多种Exo生成机制[17]。这些机制大致可概述为三大类:ESCRT依赖性途径(经典分泌途径)、ESCRT独立途径和选择性非经典途径。值得注意的是,不同生物发生途径导致Exo亚群在电荷分布、膜蛋白组成等方面存在显著异质性[18],这种差异的产生也推动了分离技术的创新开发。

注:1,线粒体作用;2,内质网作用;3,核内体转变为多囊泡体;4,反式高尔基体;5,囊泡体胞吐;MHC Ⅰ/Ⅱ,主要组织相容性复合体Ⅰ/Ⅱ类分子;HSP:热休克蛋白70。 图 1 外泌体的生物发生过程以及外泌体内含物
1.3 外泌体的分离

基于Exo生物发生过程赋予的尺寸、密度及表面分子差异,其分离技术研究始终遵循“特性驱动策略”的原则,利用物理属性(如粒径、密度)和生物标志物(如跨膜蛋白、脂质筏)等可实现对不同亚群Exo的分离。然而,Exo与凋亡小体、微囊泡等多种细胞外囊泡具有相似的物化性质;同时,体液样本中存在高丰度蛋白的干扰,这些因素极大限制了高纯度Exo的分离。目前,超速离心被普遍认为是Exo分离的“金标准”,但该方法的富集效率仅约为20%,且含有较高水平的蛋白质和脂质聚集物,这限制了其在临床中的应用。因此,根据Exo不同的理化及生化特性,更多新的分离与富集方法相继被开发。

1.3.1 超速离心法

超速离心是基于不同细胞组分的沉降系数差异,通过逐步提高离心力,按颗粒大小和密度分阶段去除杂质的分离方法。超速离心法可进一步划分为差速超速离心和密度梯度超速离心。其原理如图 2A所示,通过差速超速离心法获得的Exo样品通常纯度较低,可能会影响许多下游的应用。而密度梯度超速离心法可以解决这一问题。在含有不同密度梯度介质的管中,Exo经过离心逐级穿过梯度介质时,在某一区域能够与介质达到密度平衡,从而形成易于回收的分区,达到分离富集的目的。由于不同细胞外成分之间的密度差异,因此通过这种方法可以获得纯化的Exo。

注:A,差速超速离心和密度梯度超速离心法:B,超滤法;C,聚合物沉淀法;D,免疫亲和捕获法;E,微流控技术。 图 2 外泌体分离方法
1.3.2 超滤(UF)和尺寸排阻色谱法(SEC)

UF和SEC是基于粒径的Exo分离技术。如图 2B,目前常用的超滤方案主要有两种:一种是反向串联超滤,另一种是顺序超滤。然而,由于过滤层易堵塞,需要定期清理或更换,超滤法产出效率相对较低。切向流过滤(TFF)的出现解决了这一问题,其液体样品平行膜表面流动,有效避免了堵塞,并能够实现高效Exo分离,同时提高收集效率。基于SEC方法能够分离得到完整的Exo颗粒,但是该过程较为耗时,因此常与其他方法联合使用。Mahgoub等[19]将超速离心法与超滤法结合,对非小细胞肺癌来源的Exo进行了分离,检测结果发现,相较于两种单独的分离方法,结合后的分离方案能够获得高纯度的Exo。

1.3.3 聚合物沉淀法

图 2C,类似于乙醇介导的核酸沉淀,高亲水性聚合物与Exo表面的分子相互作用形成疏水的微环境,从而有助于Exo的沉淀。基于聚合物沉淀的Exo分离的特点是产量高和保证Exo结构的完整。然而高产量并不意味着高纯度,聚合物沉淀法的最大缺点是极容易沉淀非目标的水溶性物质,如核酸、脂蛋白、蛋白质,甚至病毒[20],这些物质的存在会严重干扰下游检测分析工作的开展。Patel等[21]使用不同方法制备的Exo处理人胰腺癌MiaPaCa细胞时发现,通过聚合物沉淀法而不是其他策略制备的Exo会导致额外的细胞毒性。

1.3.4 免疫亲和捕获法

Exos的蛋白质组学研究表明,Exos膜上存在大量蛋白质和受体,通过利用这些蛋白质(抗原)与其抗体之间的免疫亲和相互作用以及受体和配体之间的特异性相互作用来进行多种溶液内的Exo分离。

为有效地实现基于免疫亲和法分离Exo,抗体需要固定在固体表面,以捕获溶液中的Exo颗粒,其中以微米级的磁珠最为常用,如图 2D所示,该方法能够便捷实现特定亚群Exo的分离,但难以洗脱的特性不利于Exo后续的检测[22]。针对这一问题,开发了相对应的Exo洗脱试剂,如具有竞争性的宿主分子α-环糊精,能够将磁珠捕获的Exo重新分离富集起来[23]。但这些非生理性洗脱缓冲液的使用,可能会不可逆地影响收集的Exo的生物学功能。因此,尽管基于免疫亲和的Exo分离方法能够较为容易的获得Exo,但该方法也受到仅能分离Exo特定群体、成本高、样本通量低和Exo结构受损等问题的限制。一种比较优良的改进方案是将SEC和两种免疫亲和捕获方式结合[24],对健康和肺癌患者来源的血清Exo进行分离,多种分离方案的结合不仅能提高Exo的纯度,还可以避免因分离方案导致的Exo异质性,尽可能保证分析结果的准确性。

1.3.5 微流控技术

微纳加工技术的显著进步,为开发高效分离Exo的微流控芯片系统奠定了基础。如图 2E所示,微流控技术可从微量液体中快速、自动化且经济高效地分离Exo,具备高通量优势;其最核心的优势在于,可将传统Exo分离与表征的两步流程集成化为一步操作[25],该集成化优势不仅显著改变了基于Exo的诊断格局,也为生物标志物发现及临床应用提供了重要支撑。

微流控技术中使用了多种分离原理,如免疫亲和、基于尺寸的分离和非接触式微流体。Li等[26]构建了一个基于免疫的微流控平台用于Exo捕获,该方法能够实现约90%的Exo捕获效率。与常规的免疫亲和法不同的是,微流控技术的加入可以跳过Exo洗脱环节,直接进行原位的分析表征,这也就有效避免了洗脱剂引入可能会造成的污染。流体动力和磁力的加入,使Exo的分离捕获效率得到进一步提升[27]。除此以外,一些新兴技术与微流控体系的结合,如:表面增强拉曼光谱[28]、光学[29]和电化学[30]传感器,也使得Exo在应用检测端口有了更多的可能性。

2 外泌体在肺部疾病诊断和治疗中的作用 2.1 外泌体在肺部疾病诊断中的作用

图 3所示,当前Exo在肺病中的研究主要集中于肺癌领域。作为细胞间通讯的关键载体,Exo的功能特性可从细胞、分子及基因3个层级系统解析:在细胞层面,其病理信号传递能力高度依赖于亲本细胞的类型与功能状态;在分子层面,Exo携带的蛋白质、miRNA及代谢物谱的动态变化直接关联疾病进程;在基因层面,Exo通过递送功能性核酸重塑受体细胞的基因调控网络。这种多维度作用机制为肺病诊疗研究提供了全新视角。为系统阐明Exo在肺病中的多层级价值,将依次从细胞互作、分子标志物筛选及基因调控维度,解析其在肺癌、急性肺损伤、慢性阻塞性肺病及哮喘中的差异化作用机制。

图 3 外泌体与肺部疾病相关发文量
2.1.1 外泌体在肺癌辅助诊断中的应用

肺癌是全球最常见的癌症,也是引起全球肿瘤性死亡的主要原因,其5年生存率最低,2022年统计结果显示肺癌发生率占全球癌症发生率的八分之一[31],因此,越来越多的研究人员致力于阐明肺癌发生和进展的机制,以此为基础开发更有效的诊断和治疗方法。其中,Exo作为癌症与正常细胞之间信息交流的介质,在各种癌症生理病理过程中发挥重要作用。

与正常细胞来源的Exo相比,非小细胞癌(NSCLC)来源的Exo高表达miR-20b-5p,该miRNA通过下调GF-β受体2型,加速癌细胞的侵袭以及产生更加复杂的肿瘤微环境(EMT),促进癌细胞增殖[32]。此外,研究发现,M2型巨噬细胞来源的Exo通过递送整合素αVβ3显著增加NSCLC细胞迁移和侵袭,当整合素αVβ3被阻断时,M2型巨噬细胞介导的NSCLC细胞侵袭和迁移的影响明显降低[33]。作用机制是整合素αVβ3触发了受体细胞中的黏着斑激酶信号通路,从而增强了NSCLC的迁移和侵袭能力。

Exo中的一些蛋白,例如脂多糖结合蛋白,在转移性和非转移性NSCLC患者之间有显著的差异[34]。环状RNA、长链非编码RNA和糖类在Exo内含物中占比量极低,但基因组学分析研究发现,这些物质同样有作为癌症诊断和预后标志物的潜力。Wang等[35]研究团队基于循环生物标志物的组合开发一种有效的NSCLC诊断模型,通过对比大量的临床样本结果发现,Exo中部分lncRNA的丰度远高于血浆中,如lncrna(CTA-384D8.35、PGM5-AS1和SFTA1P),Exo表现出比血浆更优良的NSCLC区分能力。Hsu等[36]研究报道了一种新的Exo碳水化合物生物标志物,α连锁的Thomsen-Friedenreich糖抗原(TF-Ag-α),该标志物在肺癌和乳腺癌症患者低至10 μL的血清样本中即可检测到Exo中的TF-Ag-α,而健康人血清中TF-Ag-α水平可以忽略不计。

Morrissey等[37]研究团队发现,肿瘤细胞分泌的Exo可通过代谢重编程机制诱导巨噬细胞向免疫抑制表型极化。Exo通过激活NF-κB依赖性糖酵解通路,显著加速巨噬细胞的糖酵解进程,促进乳酸生成;而外源性乳酸又通过直接激活NF-κB信号,形成正反馈循环,持续驱动巨噬细胞表面PD-L1的高表达,最终促进免疫抑制型转移前生态位的形成。

2.1.2 外泌体在ALI/急性呼吸窘迫综合征(ARDS)辅助诊断中的作用

ALI/ARDS的主要特征包括肺顺应性下降、严重低氧血症和逐渐加重的低氧性呼吸衰竭。在病理生理方面,ALI/ARDS的关键特征包括肺血管通透性增加、肺间质水肿、肺泡内纤维蛋白渗出、肺内分流增多以及通气与灌注的失衡。上皮损伤被视为这一病症的标志。

肝缺血再灌注释放的Exo是ALI的重要诱因之一。研究发现,Exo通过携带肝脏特异性miR-122-5p靶向巨噬细胞,通过SOCS-1/NF-κB信号通路诱导M1巨噬细胞极化,进而引发肺部炎症[38]。临床数据显示,接受活体肝移植的ALI患儿血清miR-122-5p水平与肺损伤程度呈正相关。炎症反应是ALI/ARDS的一个关键特征,Ye等[39]研究发现,在脂多糖(LPS)诱导的ALI模型中,巨噬细胞来源的Exo中miR-2137含量升高,过表达的miR-2137通过靶向Wnt信号通路诱导肺泡上皮细胞焦亡。ALI/ARDS疾病的发展不仅受到免疫细胞源Exo的调控,干细胞来源的Exo表现出比常规细胞更优良递送性能。间充质干细胞衍生的Exo能够延缓ALI/ARDS疾病的进程,对疾病有一定的治疗作用。Jia等[40]通过收集人脐带间充质干细胞衍生的Exo,将其作用于重度烧伤诱导的ALI大鼠模型中,发现Exo中miR-451能通过抑制肺泡巨噬细胞中的自噬来改善ALI,为ALI提供潜在的治疗策略。

2.1.3 外泌体在COPD辅助诊断中的作用

COPD以进行性、不可逆气流受限为特征,其发生与有害颗粒或气体诱导的肺部异常炎症反应密切相关。因COPD病因复杂,现有药物仅对症,无法干预病理进程,因此深入探究其潜在机制、有效评估病程对疾病研究与临床实践至关重要。

Exo物理特征的变化同样也是一种COPD诊断方法。Kotsiou等[41]对20份COPD患者的自发性痰标本和来自健康对照者的痰标本进行了Exo分离,结果惊奇的发现,COPD患者样本源的Exo平均直径显著大于健康对照组,COPD患者在150~200 nm范围内Exo的比率是对照组的两倍,与对照组相比,COPD患者痰液中Exo相关的蛋白含量增加。

通过对COPD患者血清和血清中Exo的分析发现,lncRNA-TBX2-AS1在二者中均高表达,且发现TBX2-AS1可以促进巨噬细胞向M1极化,抑制M2极化,该过程是通过负向调节miR-423-5p/miR-23b-3p发挥作用,从而加剧了COPD的进展。这些现象也都昭示着Exo多种特征均可能作为COPD诊断的依据。

2.1.4 外泌体在哮喘辅助诊断中的作用

哮喘是一种普遍存在的慢性呼吸系统疾病,其特征是气道炎症、气道收缩、黏性分泌增多和呼吸音变化。尽管在了解哮喘的病理生理学和开发新的治疗策略方面已经取得了不错的进展,但在有效的疾病管理方面仍然存在严重不足,因此针对哮喘疾病复杂的特性,迫切需要个性化的诊断和治疗方法。

有相关研究表明白细胞介素(IL)-13与哮喘的严重程度有关,Klein等[42]通过使用IL-13分别刺激健康对照者和严重哮喘患者分离的支气管上皮细胞后得到Exo,检测发现哮喘患者衍生的Exo比健康对照者中表达出更多的miR-155-5p,随后调节IL-13Rα1和IL-13Rα2的表达和信号传导,从而损害气道修复,导致哮喘患者严重的气道上皮细胞功能障碍。

麻黄碱等抗炎药被应用于治疗咳嗽变异型哮喘,但其机制尚不明确。Hu等[43]发现在哮喘模型中,经麻黄碱治疗后,气道上皮细胞衍生的Exo中表达出更低Exolnc-TRPM2-AS1分泌量,经实验研究发现Exo中该基因表达量的降低有利于炎症反应的缓解,减少了气道的阻力。Exo在哮喘疾病中所展示出的差异性,昭示着其作为疾病诊断的可能性。

2.2 外泌体在肺部疾病治疗中的作用

作为细胞间信号传递的关键介质,Exo可以通过传递内含物进行疾病的治疗与干预。另外,Exo特殊的膜结构使其能够递送治疗药物至病灶处,从而发挥治疗疾病的作用。

2.2.1 抗炎和免疫调节作用

间充质干细胞(MSCs)及其Exo在肺部疾病的抗炎和免疫调控中展现多维度治疗潜力。Feng等[44]团队聚焦肺内稳态细胞交互网络,发现血管内皮细胞和Ⅱ型肺泡上皮细胞分泌的Exo通过递送miR-223和miR-27b-3p,精准靶向肺泡巨噬细胞内G蛋白信号调节因子-1,抑制钙信号过度激活,从而恢复巨噬细胞免疫平衡。这一发现揭示了局部免疫微环境可通过旁分泌Exo实现精准干预的调控范式。Fang等[45]团队则从系统性抗炎角度解析了胎盘间充质干细胞(PMSC)及其Exo的治疗机制。在脂多糖诱导的ALI小鼠模型中,PMSC移植不仅显著改善肺部病理损伤、降低肺泡毛细血管渗漏(湿/干比、灌洗液总蛋白)和中性粒细胞浸润(髓过氧化物酶活性),更通过双向调节炎症平衡——上调抗炎因子IL-10并抑制肿瘤坏死因子-α(TNF-α)、IL-6等促炎因子分泌。尤为关键的是,PMSC来源Exo完全复现母体细胞的抗炎效能,为无细胞疗法提供了直接证据。

2.2.2 促肿瘤细胞凋亡

近年研究发现,不同细胞来源的Exo可通过递送特定miRNA分子调控肺癌细胞凋亡,但其作用机制存在多途径交叉特性。Wang等[46]团队发现,活化的M1巨噬细胞通过释放Exo抑制肺腺癌进展。这些Exo不仅通过靶向抑制STK16激酶直接降低癌细胞活力,其携带的miR-181a-5p还可同时作用于ETS1和STK16两个靶点,形成双通路抑制网络——既阻断细胞增殖信号,又激活促凋亡效应。与此同时,Long等[47]团队在另一维度发现,骨髓间充质干细胞来源的Exo-miR-181a-3p通过干扰肿瘤细胞内PR-ERAD通路活性,显著抑制肺癌细胞增殖并诱导凋亡。这两项研究共同表明,尽管Exo来源及其关键效应分子存在差异,但均能通过靶向调控癌细胞核心生存通路发挥促凋亡作用,是一种潜在的治疗药物。

2.2.3 药物靶向递送

在肺部疾病相关的治疗中,除Exo内含物外,Exo特殊的膜结构同样对疾病治疗有着巨大作用。由于Exo良好的转运以及逃避免疫的能力,Wei等[48]将多种纳米颗粒加载于Exo中,通过破坏铁代谢稳态和氧化还原稳态,达到增强肺肿瘤免疫治疗的作用。Exo的异质性决定了其多样的细胞、组织靶向能力。收集缺氧状态下间充质基质细胞衍生的Exo,并使用葡萄糖醛酸对其进行修饰,体内研究发现,工程化后的Exo表现出了更加精准的药物递送以及改善血管重塑的能力[49]

2.3 外泌体在中药治疗肺相关疾病中的作用

中药作为中国独特的医疗资源,在肺部相关疾病治疗中展现出多维度调控优势,中药复方“多成分-多靶点-多通路”的作用特点与肺部疾病复杂的病理网络、Exo全身运输、远程调控的特点三者之间具有高度适配性。Exo作为细胞间生物信息传递的关键载体,其生物学功能与中医“气络”学说高度契合:在微观层面模拟气络的转输(物质运输)、感知(细胞通讯)及稳态调节功能,成为诠释络病理论的分子基础[50]。Exo介导的跨细胞调控网络体现了中医整体观,通过表观遗传修饰引发全身形态学重构。中药通过调控Exo功能治疗疾病,既符合“整体调节”原则,亦在分子层面揭示其作用机制[51]。见图 4

图 4 外泌体在肺部疾病治疗和诊断中的作用

近年来,随着中医药现代化研究的深入,Exo作为中药活性成分的“天然递送载体”和“信号调控枢纽”,在肺部疾病治疗中的作用逐渐被揭示。研究发现,中药可通过调控Exo的生物合成与内容物释放,介导“补肺益气、化痰通络”的疗效机制。生姜衍生的Exo纳米颗粒[52]能够通过递送miR396a-5p抑制Nsp12和刺突基因的表达,从而消除介导的肺部炎症反应。丹参是治疗炎症相关疾病的潜在药物,最近研究发现,丹参中的主要成分丹参酮ⅡA能够抑制COPD的发展进程[53]。对香烟烟雾和脂多糖处理后的模型进行治疗后发现,丹参酮ⅡA水溶液能够引起小鼠肺衍生Exo中miR-486-5p上调,从而预防COPD。

除中药单体成分外,研究还发现Exo同样参与中药复方治疗肺炎,射干麻黄汤是治疗哮喘的传统经典方剂,但其作用机制研究仍不明确,重庆医科大学研究团队以Exo为切入点[3],发现其通过调节支气管肺泡灌洗液Exo中线粒体功能蛋白的表达,减少中性粒细胞浸润来缓解炎症反应。目前,多数中药的作用机制仍不明确,Exo作为信号传导的媒介,能助力疾病进展和药物应用。

3 结论与展望

在综述概述了Exo在多种肺部疾病中的治疗与诊断作用。Exo是人体内重要的细胞间通讯介质,它不仅具备将特定分子运输至受体细胞的能力,还有良好的非免疫原性、安全性和非侵入性等特点,能够加剧疾病的发展进程,将病理微环境中的不同细胞串联并调节。在图 4中,罗列了部分在肺部疾病治疗和诊断中,Exo中包含的不同microRNA和蛋白,如miR-210、miR-125b、circR-0008717、circR-KIF20B、CFHR5蛋白和APOH蛋白等。

Exo作为中药活性成分的“智能递送系统”,其作用机制主要体现在靶向性调控与多维度协同两方面。一方面,中药来源的Exo表面携带特异性膜蛋白(如整合素、分化簇分子),可精准识别肺组织细胞膜受体,将内部封装的miRNA、脂质或小分子药物定向递送至病变部位,避免传统给药的非特异性分布,从而增强“归经入肺”的精准性。另一方面,Exo可同时负载多种活性成分,模拟中药复方“多靶点协同”的特性,这种“载体-内容物”双重精准化的作用模式,不仅减少了中药广谱作用引发的潜在毒性,更从分子层面解释了“药性归经”的科学内涵,为中药现代化提供了“细胞间通讯语言”的创新视角。然而,当前中药成分与Exo相互作用的分子机制仍不明确,尤其是复方中多组分对Exo生物发生途径的协同或拮抗效应尚未得到系统解析。现有研究多依赖于体外细胞模型,难以真实反映人体内复杂的微环境对Exo与中药互作的影响。此外,由于缺乏统一的Exo表征方法,不同研究间的数据可比性较差,进一步制约了该领域的进展。为突破这些瓶颈,未来研究需整合器官芯片、类器官模型等仿生平台,结合单细胞测序与空间组学技术,从多维度揭示Exo在中药治疗中的功能角色,同时建立国际认可的质量控制标准体系,加速研究成果向临床应用的转化。除此以外,目前有关Exo的研究更多集中在其作为疾病诊断和预后的生物标志物,利用Exo特殊的膜结构进行药物递送设计体系的构建也将有助于实现肺部疾病的精准和个体化治疗。

参考文献
[1]
AGUSTI A, VOGELMEIER C F, HALPIN D M G. Tackling the global burden of lung disease through prevention and early diagnosis[J]. The Lancet Respiratory Medicine, 2022, 10(11): 1013-1015. DOI:10.1016/S2213-2600(22)00302-2
[2]
HSU X R, WU J E, WU Y Y, et al. Exosomal long noncoding RNA MLETA1 promotes tumor progression and metastasis by regulating the miR-186-5p/EGFR and miR-497-5p/IGF1R axes in non-small cell lung cancer[J]. Journal of Experimental & Clinical Cancer Research, 2023, 42(1): 283.
[3]
LU H N, FU Z, CHEN X, et al. Shegan Mahuang decoction may reduce airway inflammation in neutrophilic asthmatic mice by improving the mitochondrial function of bronchoalveolar lavage fluid exosomes[J]. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine, 2022, 2022(1): 2477510.
[4]
LI X R, LIAO J, SU X J, et al. Human urine-derived stem cells protect against renal ischemia/reperfusion injury in a rat model via exosomal miR-146a-5p which targets IRAK1[J]. Theranostics, 2020, 10(21): 9561-9578. DOI:10.7150/thno.42153
[5]
CHEN X H, GUO J P, MAHMOUD S, et al. Regulatory roles of SP-A and exosomes in pneumonia-induced acute lung and kidney injuries[J]. Frontiers in Immunology, 2023, 14: 1188023. DOI:10.3389/fimmu.2023.1188023
[6]
WANG L N, PAN Y L, LIU M, et al. Wen-Shen-Tong-Luo-Zhi-Tong Decoction regulates bone-fat balance in osteoporosis by adipocyte-derived exosomes[J]. Pharmaceutical Biology, 2023, 61(1): 568-580. DOI:10.1080/13880209.2023.2190773
[7]
KALLURI R, LEBLEU V S. The biology, function, and biomedical applications of exosomes[J]. Science, 2020, 367(6478): eaau6977. DOI:10.1126/science.aau6977
[8]
BAIG M S, ROY A, RAJPOOT S, et al. Tumor-derived exosomes in the regulation of macrophage polarization[J]. Inflammation Research, 2020, 69(5): 435-451. DOI:10.1007/s00011-020-01318-0
[9]
KHODAYARI N, OSHINS R, MEHRAD B, et al. Cigarette smoke exposed airway epithelial cell-derived EVs promote pro-inflammatory macrophage activation in alpha-1 antitrypsin deficiency[J]. Respiratory Research, 2022, 23(1): 232. DOI:10.1186/s12931-022-02161-z
[10]
MOON H G, CAO Y, YANG J, et al. Lung epithelial cell-derived extracellular vesicles activate macrophage-mediated inflammatory responses via ROCK1 pathway[J]. Cell Death & Disease, 2015, 6(12): e2016.
[11]
MAZOUZI Y, SALLEM F, FARINA F, et al. Biosensing extracellular vesicle subpopulations in neurodegenerative disease conditions[J]. ACS Sensors, 2022, 7(6): 1657-1665. DOI:10.1021/acssensors.1c02658
[12]
VAN DER POL E, WELSH J A, NIEUWLAND R. Minimum information to report about a flow cytometry experiment on extracellular vesicles: Communication from the ISTH SSC subcommittee on vascular biology[J]. Journal of Thrombosis and Haemostasis, 2022, 20(1): 245-251. DOI:10.1111/jth.15540
[13]
MIZENKO R R, BROSTOFF T, ROJALIN T, et al. Tetraspanins are unevenly distributed across single extracellular vesicles and bias sensitivity to multiplexed cancer biomarkers[J]. Journal of Nanobiotechnology, 2021, 19(1): 250. DOI:10.1186/s12951-021-00987-1
[14]
YOKOI A, YOSHIDA K, KOGA H, et al. Spatial exosome analysis using cellulose nanofiber sheets reveals the location heterogeneity of extracellular vesicles[J]. Nature Communications, 2023, 14: 6915. DOI:10.1038/s41467-023-42593-9
[15]
ZHENG H Y, GUAN S, WANG X T, et al. Deconstruction of heterogeneity of size-dependent exosome subpopulations from human urine by profiling N-glycoproteomics and phosphoproteomics simultaneously[J]. Analytical Chemistry, 2020, 92(13): 9239-9246. DOI:10.1021/acs.analchem.0c01572
[16]
KALLURI R. The biology and function of exosomes in cancer[J]. The Journal of Clinical Investigation, 2016, 126(4): 1208-1215. DOI:10.1172/JCI81135
[17]
WEI H, CHEN Q, LIN L, et al. Regulation of exosome production and cargo sorting[J]. International Journal of Biological Sciences, 2021, 17(1): 163-177. DOI:10.7150/ijbs.53671
[18]
SHUKLA S, CURRIM F, SINGH R. Do different exosome biogenesis pathways and selective cargo enrichment contribute to exosomal heterogeneity?[J]. Biology of the Cell, 2023, 115(7): e2200116. DOI:10.1111/boc.202200116
[19]
MAHGOUB E O, ABDELLA G M. Improved exosome isolation methods from non-small lung cancer cells(NC1975) and their characterization using morphological and surface protein biomarker methods[J]. Journal of Cancer Research and Clinical Oncology, 2023, 149(10): 7505-7514. DOI:10.1007/s00432-023-04682-6
[20]
MARTÍNEZ-GREENE J A, HERNÁNDEZ-ORTEGA K, QUIROZ-BAEZ R, et al. Quantitative proteomic analysis of extracellular vesicle subgroups isolated by an optimized method combining polymer-based precipitation and size exclusion chromatography[J]. Journal of Extracellular Vesicles, 2021, 10(6): e12087. DOI:10.1002/jev2.12087
[21]
PATEL G K, KHAN M A, ZUBAIR H, et al. Comparative analysis of exosome isolation methods using culture supernatant for optimum yield, purity and downstream applications[J]. Scientific Reports, 2019, 9: 5335. DOI:10.1038/s41598-019-41800-2
[22]
MAGGIO S, POLIDORI E, CECCAROLI P, et al. Current methods for the isolation of urinary extracellular vesicles[J]. Methods in Molecular Biology, 2021, 2292: 153-172.
[23]
CAI S, LUO B, JIANG P P, et al. Immuno-modified superparamagnetic nanoparticles via host-guest interactions for high-purity capture and mild release of exosomes[J]. Nanoscale, 2018, 10(29): 14280-14289. DOI:10.1039/C8NR02871K
[24]
SOUPIR A C, TIAN Y J, STEWART P A, et al. Detectable lipidomes and metabolomes by different plasma exosome isolation methods in healthy controls and patients with advanced prostate and lung cancer[J]. International Journal of Molecular Sciences, 2023, 24(3): 1830. DOI:10.3390/ijms24031830
[25]
GHOLIZADEH S, SHEHATA DRAZ M, ZARGHOONI M, et al. Microfluidic approaches for isolation, detection, and characterization of extracellular vesicles: Current status and future directions[J]. Biosensors and Bioelectronics, 2017, 91: 588-605. DOI:10.1016/j.bios.2016.12.062
[26]
LI P L, CHEN J C, CHEN Y Q, et al. Construction of exosome SORL1 detection platform based on 3D porous microfluidic chip and its application in early diagnosis of colorectal cancer[J]. Small, 2023, 19(20): 2207381. DOI:10.1002/smll.202207381
[27]
CHINNAPPAN R, RAMADAN Q, ZOUROB M. An integrated lab-on-a-chip platform for pre-concentration and detection of colorectal cancer exosomes using anti-CD63 aptamer as a recognition element[J]. Biosensors and Bioelectronics, 2023, 220: 114856. DOI:10.1016/j.bios.2022.114856
[28]
ZHAO Y, FANG X X, BAI M, et al. A microfluidic surface-enhanced Raman scattering(SERS) sensor for microRNA in extracellular vesicles with nucleic acid-tyramine cascade amplification[J]. Chinese Chemical Letters, 2022, 33(4): 2101-2104. DOI:10.1016/j.cclet.2021.08.047
[29]
GUIMARÃES C F, CRUZ-MOREIRA D, CABALLERO D, et al. Shining a light on cancer-photonics in microfluidic tumor modeling and biosensing[J]. Advanced Healthcare Materials, 2023, 12(14): e2201442. DOI:10.1002/adhm.202201442
[30]
WANG Y L, GAO W J, SUN M, et al. A filter-electrochemical microfluidic chip for multiple surface protein analysis of exosomes to detect and classify breast cancer[J]. Biosensors and Bioelectronics, 2023, 239: 115590. DOI:10.1016/j.bios.2023.115590
[31]
BRAY F, LAVERSANNE M, SUNG H, et al. Global cancer statistics 2022:GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries[J]. CA: A Cancer Journal for Clinicians, 2024, 74(3): 229-263. DOI:10.3322/caac.21834
[32]
MA H, JIANG B, REN Q, et al. Exosomal miR-20b-5p induces EMT and enhances progression in non-small cell lung cancer via TGFBR2 downregulation[J]. Journal of Biochemical and Molecular Toxicology, 2024, 38(12): e70080. DOI:10.1002/jbt.70080
[33]
HUANG L M, WANG F, WANG X P, et al. M2-like macrophage-derived exosomes facilitate metastasis in non-small-cell lung cancer by delivering integrin αVβ3[J]. MedComm, 2023, 4(1): e191. DOI:10.1002/mco2.191
[34]
WANG N, SONG X G, LIU L S, et al. Circulating exosomes contain protein biomarkers of metastatic non-small-cell lung cancer[J]. Cancer Science, 2018, 109(5): 1701-1709. DOI:10.1111/cas.13581
[35]
WANG N, YAO C, LUO C L, et al. Integrated plasma and exosome long noncoding RNA profiling is promising for diagnosing non-small cell lung cancer[J]. Clinical Chemistry and Laboratory Medicine, 2023, 61(12): 2216-2228. DOI:10.1515/cclm-2023-0291
[36]
HSU C C, SU Y F, RITTENHOUSE-OLSON K, et al. Exosomal thomsen-friedenreich glycoantigen: A new liquid biopsy biomarker for lung and breast cancer diagnoses[J]. Cancer Research Communications, 2024, 4(8): 1933-1945. DOI:10.1158/2767-9764.CRC-23-0505
[37]
MORRISSEY S M, ZHANG F, DING C L, et al. Tumor-derived exosomes drive immunosuppressive macrophages in a pre-metastatic niche through glycolytic dominant metabolic reprogramming[J]. Cell Metabolism, 2021, 33(10): 2040-2058.e10. DOI:10.1016/j.cmet.2021.09.002
[38]
LYU J S, SHENG M W, CAO Y L, et al. Ischemia and reperfusion-injured liver-derived exosomes elicit acute lung injury through miR-122-5p regulated alveolar macrophage polarization[J]. International Immunopharmacology, 2024, 131: 111853. DOI:10.1016/j.intimp.2024.111853
[39]
YE C, YANG X D, ZHU L, et al. Macrophage-derived exosomal miR-2137 regulates pyroptosis in LPS-induced acute lung injury[J]. International Immunopharmacology, 2024, 143: 113549. DOI:10.1016/j.intimp.2024.113549
[40]
JIA Z G, LI L, ZHAO P, et al. microRNA-451 from human umbilical cord-derived mesenchymal stem cell exosomes inhibits alveolar macrophage autophagy via tuberous sclerosis complex 1/mammalian target of rapamycin pathway to attenuate burn-induced acute lung injury in rats[J]. Biomedical and Environmental Sciences, 2024, 37(9): 1030-1043.
[41]
KOTSIOU O S, KATSANAKI K, TSIGGENE A, et al. Detection and characterization of extracellular vesicles in sputum samples of COPD patients[J]. Journal of Personalized Medicine, 2024, 14(8): 820. DOI:10.3390/jpm14080820
[42]
KLEIN M, GAGNON P A, SALEM M, et al. microRNA-155-5p differentially regulates IL-13Rα1 and IL-13Rα2 expression and signaling driving abnormal lung epithelial cell phenotype in severe asthma[J]. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology, 2024, 71(5): 603-616. DOI:10.1165/rcmb.2024-0089OC
[43]
HU Y, WANG M Q, XIE J, et al. Exposure to ephedrine attenuates Th1/Th2 imbalance underlying OVA-induced asthma through airway epithelial cell-derived exosomal lnc-TRPM2-AS[J]. Chinese Journal of Natural Medicines, 2024, 22(6): 530-540. DOI:10.1016/S1875-5364(24)60554-6
[44]
FENG Z Y, ZHOU J, LIU Y H, et al. Epithelium- and endothelium-derived exosomes regulate the alveolar macro- phages by targeting RGS1 mediated calcium signaling-dependent immune response[J]. Cell Death & Differentiation, 2021, 28(7): 2238-2256.
[45]
FANG J B, WEI H W, WANG H F, et al. Human placenta-derived mesenchymal stem cell administration protects against acute lung injury in a mouse model[J]. Journal of Cellular Biochemistry, 2023, 124(9): 1249-1258. DOI:10.1002/jcb.30445
[46]
WANG X, HUANG R H, LU Z Y, et al. Exosomes from M1-polarized macrophages promote apoptosis in lung adenocarcinoma via the miR-181a-5p/ETS1/STK16 axis[J]. Cancer Science, 2022, 113(3): 986-1001. DOI:10.1111/cas.15268
[47]
LONG B, REN D. miR-181a-3p from exosome excreted by BMSCs promotes apoptosis of lung cancer cells through activating PR-ERAD signal pathway[J]. Journal of Biomaterials and Tissue Engineering, 2023, 13(1): 182-187. DOI:10.1166/jbt.2023.3232
[48]
WEI X Q, SUN L, DENG J Z, et al. A multifunctional exosome with dual homeostasis disruption augments cGAS-STING-mediated tumor immunotherapy by boosting ferroptosis[J]. Nano Letters, 2024, 24(45): 14263-14272. DOI:10.1021/acs.nanolett.4c03862
[49]
ZHU Q F, MAO X L, ZHU X X, et al. Hypoxia-induced and glucuronic acid-modified extracellular vesicles from mesenchymal stromal cells treat pulmonary arterial hypertension by improving vascular remodeling[J]. Nano Letters, 2024, 24(51): 16342-16350. DOI:10.1021/acs.nanolett.4c04638
[50]
薛枫, 邹吉宇, 庞立健, 等. "气络失和"病机观与"外泌体分泌异常"在特发性肺纤维化中的相关性探讨[J]. 实用中医内科杂志, 2024, 38(6): 107-110.
[51]
ZHENG H L, WANG G, LIU M, et al. Traditional Chinese medicine inhibits PD-1/PD-L1 axis to sensitize cancer immunotherapy: A literature review[J]. Frontiers in Oncology, 2023, 13: 1168226. DOI:10.3389/fonc.2023.1168226
[52]
TENG Y, XU F Y, ZHANG X C, et al. Plant-derived exosomal microRNAs inhibit lung inflammation induced by exosomes SARS-CoV-2 Nsp12[J]. Molecular Therapy, 2021, 29(8): 2424-2440. DOI:10.1016/j.ymthe.2021.05.005
[53]
TIAN D D, MIAO Y C, HAO W D, et al. Tanshinone ⅡA protects against chronic obstructive pulmonary disease via exosome-shuttled miR-486-5p[J]. International Journal of Molecular Medicine, 2022, 50(1): 94. DOI:10.3892/ijmm.2022.5150