2025, Vol. 44文章信息
- 宋宛珊, 代羚, 王泽慧, 任梦宇, 朱金墙
- SONG Wanshan, DAI Ling, WANG Zehui, REN Mengyu, ZHU Jinqiang
- 益肾化浊方调控MAPK/ERK信号通路治疗阿尔茨海默病的作用机制研究
- Mechanism of Yishen Huazhuo Formula in treating Alzheimer's disease via regulating MAPK/ERK signaling pathway
- 天津中医药大学学报, 2025, 44(7): 606-613
- Journal of Tianjin University of Traditional Chinese Medicine, 2025, 44(7): 606-613
- http://dx.doi.org/10.11656/j.issn.1673-9043.2025.07.06
-
文章历史
收稿日期: 2025-04-22
2. 天津中医药大学研究生院, 天津 301617;
3. 天津中医药大学中医药研究院, 天津 301617
2. Graduate School, Tianjin University of Traditional Chinese Medicine, Tianjin 301617, China;
3. Institute of Traditional Chinese Medicine, Tianjin University of Traditional Chinese Medicine, Tianjin 301617, China
阿尔茨海默病（AD）是以脑内多因子新陈代谢失调导致蛋白聚集、突触传递功能下降及缺失、认知功能障碍为基本特征的神经退行性疾病。β-淀粉样蛋白（Aβ）堆积形成的斑块、神经原纤维缠结是AD患者脑内最典型的病理改变[1-2]，但其主要发病机制至今仍不明确。目前公认的假说主要包括Aβ级联假说、Tau蛋白假说、胆碱能假说、神经炎症假说、线粒体功能障碍、氧化应激假说及突触功能障碍假说等[3-4]，其中Aβ蛋白级联假说和胆碱能假说最为经典。而Arendt[5]认为Aβ寡聚体引起突触丧失，导致突触功能障碍是AD患者早期认知功能障碍的主要机制。因此，突触功能障碍假说更适用于研究药物治疗轻度AD的作用机制。
研究表明，Aβ介导的毒性可以通过调节细胞膜上的钙离子（Ca2+）通道，促进细胞外Ca2+内流和/或细胞内Ca2+释放，引起钙超载，损伤神经元突触，导致学习记忆障碍[6-7]，还可以激活与学习记忆相关的丝裂原活化蛋白激酶（MAPK）/细胞外信号调节激酶（ERK）信号通路[8]。一方面，该通路被激活后可以参与介导神经元增殖、分化及存活等生理过程，并抑制其凋亡，从而保护海马神经元[8]；另一方面，ERK与构成学习与记忆基础的主要分子机制之一的长时程增强（LTP）存在效应关系，阻止ERK的激活即可阻止海马CA1区LTP的诱导[9]，还可以在部分皮质神经通路中形成LTP[10-11]。此外，ERK激活后还可以使海马细胞的树突发生形态学改变，在树突柄和树突棘上伸出新的丝足，参与神经元形态学可塑性的形成，有助于信息的传递和接收[12]。ERK还可以直接磷酸化转录因子反应结合蛋白（CREB），使其激活，参与蛋白激酶A（PKA）依赖型LTP形成及突触重塑[13]。因此，MAPK/ERK信号通路可以作为治疗AD的新靶点。
课题组前期研究发现益肾化浊方（YSHZD）可以有效改善轻度AD患者的认知功能、日常生活能力及中医相关症状，与盐酸多奈哌齐片（安理申）效果相当，而且长期疗效较好、毒副作用较小[14-15]。药理研究表明，该方可以保护快速老化小鼠（SAMP8）海马区神经元及突触的微观形态学，上调CREB表达，改善其学习记忆能力，并调控AD大鼠海马区Ca2+相关激酶钙调蛋白激酶Ⅱ（CaMKⅡ）、蛋白激酶C（PKC）、脑源性神经营养因子（BDNF）及其受体TrkB，以及CREB蛋白的表达，提高B淋巴细胞瘤-2（Bcl-2）/Bcl-2相关蛋白（Bax）比值，促进海马中sAPPα、α分泌酶蛋白表达，抑制神经细胞凋亡和Aβ的神经毒性，从而发挥治疗AD的作用[16-21]。本研究考察了YSHZD对AD模型大鼠的学习记忆力和神经元突触形态学的影响，并围绕MAPK/ERK信号通路，进一步探讨其治疗AD的作用机制。
1 材料与方法 1.1 主要试剂与仪器Aβ25-35（Sigma公司）、安理申片剂[卫材（中国）药业有限公司]、MEK1/2选择性抑制剂U0126（Abcam公司，英国）、二喹啉甲酸（BCA）蛋白浓度测定试剂盒（碧云天生物技术研究所）、PKC、B-Raf、Ras、Raf1、ERK一抗（Santa Cruz生物技术公司）、Alexa Fluor 647标记山羊抗小鼠免疫球蛋白G（IgG，H+L）二抗溶液（碧云天生物技术研究所）。
水迷宫装置（北京硕林苑科技有限公司）、光学显微镜（德国徕卡公司）、超薄切片机（德国徕卡公司）、透射电子显微镜（H-7500型，日立建机株式会社）、凝胶成像系统（美国Bio Image system Gene公司）。
1.2 实验动物健康雄性SD大鼠（清洁级，2月龄，体质量约200 g）40只，购自北京大学医学部实验动物科学部[许可证号：SZXK（京）2011-00120]。饲养环境为室温18~26 ℃，湿度50%~70%，通风换气8~12次/h，12 h光照与12 h黑暗交替。
1.3 实验药物YSHZD浓缩液制备方法：按照YSHZD配方称取中药饮片（淫羊藿、补骨脂、制何首乌、炙黄芪、川芎、女贞子、石菖蒲），将5剂YSHZD加入1 L水浸泡12 h后，加入1 L水，80 ℃超声提取30 min，过滤，滤液A保存；滤渣加水1 L，重复上述过程，滤液B保存；滤渣加水1 L，按上述条件再重复提取1次，滤液C保存，残渣弃去。将滤液A、B、C合并，过滤，滤液置于100 ℃水浴加热，浓缩至0.5 L，4 ℃保存备用。
安理申片剂使用双蒸水充分溶解，配置浓度为0.045 mg/mL溶液，4 ℃保存。
MAPK激酶抑制剂U0126溶于二甲基亚砜（DMSO）中，使其完全溶解，制成0.08 μmol/μL母液，-20 ℃保存备用。使用时加入DMSO和无菌生理盐水，制成浓度为2.5 nmol/μL溶液。
1.4 实验方法 1.4.1 动物模型制备参照文献[22]配制方法制备聚集态Aβ25-35。参照杨晓娟等[23]的方法制备AD大鼠模型：将大鼠麻醉（2.5%三溴乙醇1.2 mL/100 g），头部固定于脑立体定位仪上，保持前后囱在同一水平，从头顶部正中剪开适当面积皮毛，暴露前囟，按照《大鼠脑立体定位图谱》进行定位，在前囟点后方1.3 mm、中线旁2.0 mm处，用5 mL注射器针头扎1个小孔，垂直插入10 μL注射器，深度约为4.0 mm（达侧脑室），缓慢注射5 μL聚集态的Aβ25-35，注射10 min，留针10 min后将头皮缝合。术后每日给予大鼠肌内注射4×104 U青霉素，连续注射3 d。假手术组向大鼠侧脑室注射与Aβ25-35等体积的生理盐水，其余处理同模型组。
1.4.2 分组与给药采用随机数字表将40只雄性SD大鼠分成假手术组（Sham组）、模型组（Model组）、YSHZD组、安理申组（Aricept组），共4组，每组10只。YSHZD、安理申参照《药理实验方法学》[24]中的剂量换算方法。YSHZD与安理申分别灌胃给予YSHZD[4.32 g/（kg·d）]、Aricept[0.45 mg/（kg·d）]，Sham组与Model组灌胃给予等体积生理盐水，每日1次，持续4周。依据大鼠体质量变化调整灌胃体积。
蛋白免疫印迹（Western blot）实验采用随机数字表将24只雄性SD大鼠分成Sham组、Model组、YSHZD组、YSHZD+U0126组，共4组，每组6只。YSHZD+U0126组在最后一次灌胃给药前30 min进行麻醉，俯卧位固定于脑立体定位仪，采用右侧脑室（前囟后1.0 mm，右侧旁开1.5 mm，深度4.0 mm，前后方向1 mm，横向1.5 mm，背腹3.5 mm）以1 μL/min的速度缓慢注射8 μL的U0126，共0.02 μmol。注射后停留2 min，使溶液充分弥散，5 min匀速出针[25]。
1.4.3 Morris水迷宫实验实验包括定位航行实验和空间探索实验，采用Topscanlite动物运动轨迹记录分析系统记录相关数据并分析。
定位航行实验：训练大鼠定位始终位于东北象限中间的隐藏平台。从第一象限池壁选择并标记两个与逃逸平台等距的入水点，将大鼠从其中一个入水点面向池壁放入水中。如果大鼠在平台上停留至少3 s，则说明找到平台；若入水游泳90 s内仍然未能找到站台或未能爬上站台，则潜伏期记为90 s，将大鼠引导置于站台上站立10 s。记录逃避潜伏期、游泳速度、游泳总路程，每日训练4次，连续训练4 d。
空间探索实验：定位航行实验结束24 h后，撤除平台，任选一个相同入水点将大鼠放入水中，记录大鼠在60 s内的游泳路径，并记录大鼠穿越原平台所在位置的次数。
1.4.4 尼氏（Nissl）染色称取0.1 g甲苯胺蓝，溶于100 mL的0.1 mol/L醋酸盐缓冲液中。具体方法：切片脱蜡至水，蒸馏适度清洗；加入1%甲苯胺蓝水溶液后置于54 ℃的温箱内浸染25 min，蒸馏水适当清洗，95%的乙醇分化30 s；采用无水乙醇脱水，二甲苯透明，加盖玻片，再用中性树胶封片，光学显微镜观察细胞形态。
1.4.5 透射电镜观察大鼠海马区神经元突触形态学以4%戊二醛进行前固定2~4 h，4 ℃保存；采用1/15 mol/L磷酸缓冲盐溶液（PBS）清洗3次，每次清洗10~15 min；用1%四氧化锇进行后固定1~2 h，4 ℃保存；用1/15 mol/L的PBS清洗3次，每次清洗10~15 min；采用浓度梯度（50%、70%、80%、90%）丙酮脱水1次；100%丙酮脱水2次，5~15 min/次；组织室温浸透于包埋剂3 h。将样品用包埋剂包埋在包埋板里；37 ℃聚合24 h，60 ℃聚合48 h；使用醋酸双氧铀染色30~45 min，柠檬酸铅染色5~30 min，蒸馏水清洗3次，待干后，透射电子显微镜下观察并拍照。
1.4.6 Western blot检测大鼠海马区相关蛋白表达将海马组织匀浆，加入适量RIPA裂解液，冰上放置5 min，12 000×g，4 ℃离心5 min，取上清液，于-80 ℃冻存。BCA蛋白浓度测定法检测各组蛋白含量，以PAGE蛋白上样缓冲液（5×）SDS调整蛋白浓度，水浴使蛋白变性，-80 ℃冻存。上样，浓缩胶阶段80 V电压运行20~30 min，分离胶阶段120~150 V电压运行60~90 min。电泳结束后，放入转移槽中，设置300 mA恒定电流，并根据所需蛋白分子量的大小设置转印时间。用含Tween-20的Tris盐缓冲液（TBST）漂洗聚偏二氟乙烯膜（PVDF膜），于封闭液中室温封闭2 h，加入一抗溶液，4 ℃过夜。第2日用TBST漂洗3次，每次10 min。将PVDF膜放入Alexa Fluor 647标记山羊抗小鼠IgG（H+L）二抗溶液中，室温孵育60~90 min，再用TBST漂洗3次，每次10 min，然后滴加电致化学发光（ECL）发光底物（A∶B=1∶1），采用凝胶成像系统进行图像采集，以系统软件分析条带相对灰度，计算每个蛋白条带与内部参照的比值。
1.5 统计学方法数据以均数±标准差（x±s）表示，采用SPSS 18.0软件进行分析处理。数据经正态及方差齐性检验后，采用单因素方差分析，两两比较采用LSD法，P < 0.05为差异有统计学意义。
2 结果 2.1 YSHZD对AD大鼠学习记忆力的影响与Sham组比较，Model组大鼠逃避潜伏期延长（P < 0.01），游泳总路程增加（P < 0.01），穿越平台次数减少（P < 0.01）；与Model组比较，YSHZD组除第3日外，均能缩短逃避潜伏期（P < 0.01），并且减少游泳总路程（P < 0.01），增加穿越平台次数（P < 0.01）；Aricept组除第4日外，均能缩短逃避潜伏期（P < 0.01），除第3、4日外能够减少游泳总路程（P < 0.01），增加穿越平台次数（P < 0.01）。各组游泳速度比较，差异无统计学意义（P > 0.05）。见图 1。
|
| 注：图A，各组大鼠搜索策略图；图B，逃避潜伏期；图C，游泳总路程；图D，游泳速度；图E，穿越平台次数。与Sham组比较，**P < 0.01；与Model组比较，##P < 0.01。 图 1 YSHZD对AD大鼠学习记忆力的影响（x±s，n=9或10） |
光镜下观察大鼠海马CA1区Nissl染色结果显示，与Sham组比较，Model组神经细胞凋亡数量增加（P < 0.01）；与模型组比较，YSHZD组与Aricept组神经细胞凋亡数量减少（P < 0.05）。见图 2。
|
| 注：图A，Nissl染色，光镜，×400，红色箭头指示凋亡神经细胞；图B，神经细胞凋亡数量。与Sham组比较，**P < 0.01；与Model组比较，#P < 0.05。 图 2 YSHZD对AD大鼠海马区神经细胞凋亡的影响（x±s，n=3） |
Sham组大鼠脑组织海马齿状回（DG）区神经元细胞核无水肿，核膜清晰完整，线粒体部分嵴和膜融合，存在空化现象，粗面内质网颗粒均匀，游离核糖体均匀分布于细胞质中，可见高尔基体；Model组神经元细胞核重度水肿，绝大部分核膜融合，细胞质重度水肿，线粒体大部分嵴和部分膜融合，出现嵴断裂及缺失现象，并伴有线粒体空化，粗面内质网重度颗粒融合及脱颗粒，游离核糖体重度减少；YSHZD组神经元细胞核轻度水肿，部分核膜融合，细胞质轻度水肿，线粒体部分嵴和膜融合，可见嵴断裂及缺失现象，并伴有线粒体空化现象，粗面内质网轻度颗粒融合及脱颗粒，游离核糖体轻度减少；Aricept组神经元细胞核重度水肿，部分核膜融合，细胞质重度水肿，线粒体大部分嵴和膜融合，可见嵴断裂及缺失现象，粗面内质网重度颗粒融合及脱颗粒，游离核糖体重度减少。见图 3A。
|
| 注：图A，神经元（×15 000）；图B，突触超微结构（×30 000）。 图 3 YSHZD对神经元和突触超微结构的影响（n=3） |
Sham组大鼠脑组织海马DG区突触间隙清晰，突触前成分无水肿，突触小泡大小均一，线粒体大部分嵴和膜融合，并伴有嵴断裂及缺失现象；Model组突触间清晰，突触前成分重度水肿，突触小泡大小不均，重度减少，未见线粒体；YSHZD组突触间隙清晰，突触前成分轻度水肿，突触小泡大小不均，轻度减少，线粒体部分嵴和膜融合消失，伴有嵴断裂及缺失现象；Aricept组突触间隙清晰，突触前成分中度水肿，突触小泡大小不均，中度减少，线粒体大部分嵴和膜融合消失。见图 3B。
2.4 YSHZD对PKC表达的影响与Sham组比较，Model组PKC表达呈降低趋势（P > 0.05）；与Model组比较，YSHZD组PKC表达呈升高趋势（P > 0.05）。见图 4。
|
| 图 4 YSHZD对PKC表达水平的影响（x±s，n=3） |
Ras、Raf1、B-Raf均为MAPK/ERK信号通路上游的关键蛋白。与Sham组比较，Model组Ras表达增加（P < 0.01），Raf1表达有增加趋势（P > 0.05），B-Raf表达有降低趋势（P > 0.05）；与Model组比较，YSHZD组和YSHZD+U0126组Ras表达降低（P < 0.05或P < 0.01），Raf1表达有降低趋势（P > 0.05），B-Raf表达有增加趋势（P > 0.05），U0126对该作用无明显影响（P > 0.05）。见图 5。
|
| 注：图A，Ras、Raf1、B-Raf蛋白条带图；图B，Ras相对表达水平；图C，Raf1相对表达水平；图D，B-Raf相对表达水平。与Sham组比较，**P < 0.01；与Model组比较，#P < 0.05，##P < 0.01。 图 5 YSHZD对Ras、Raf1、B-Raf蛋白表达水平的影响（x±s，n=3） |
与Sham组比较，Model组MEK1/2表达呈增加趋势（P > 0.05），ERK1/2表达增加（P < 0.01）；与Model组比较，YSHZD组MEK1/2表达变化无统计学意义（P > 0.05），ERK1/2表达降低（P < 0.01），U0126可以明显抑制ERK1/2表达（P < 0.01）。见图 6。
|
| 注：图A，MEK1/2和ERK1/2蛋白条带图；图B，MEK1/2相对表达水平；图C，ERK1/2相对表达水平。与Sham组比较，**P < 0.01；与Model组比较，##P < 0.01。 图 6 YSHZD对MEK1/2和ERK1/2蛋白表达水平的影响（x±s，n=3） |
随着全球人口老龄化加剧，AD患者人数迅速增加，给人类社会带来了严重危害。目前治疗AD的药物多针对其病理过程的某一靶点，临床疗效并不理想[26]。中药具有多成分、多靶点、多途径的作用特点，可能在治疗病理机制复杂的AD方面具有一定优势。
研究表明，AD最早主要缘由海马病变所致记忆缺损，其次是大脑皮质病变，而海马CA1区为海马最敏感区域，也是最易受损区域[27-28]。尼氏体是神经胞体细胞质的特征性结构之一，存在于神经元胞体和树突内。本研究通过Morris水迷宫实验明确了YSHZD能够显著提高AD大鼠的学习记忆能力，从整体动物水平验证了本课题组前期临床试验结果；Nissl染色结果表明，YSHZD能够明显增加AD大鼠海马CA1区尼氏体数量，减少神经凋亡数量，有效改善神经细胞状态，初步明确了该方治疗AD的作用机制。
Terry等[29]研究发现，AD早期首先出现突触结构病变，这种变化早于斑块和神经原纤维缠结。因此，突触功能障碍假说认为突触丧失导致突触功能障碍是AD患者早期认知功能障碍的主要机制[30]。为进一步探究YSHZD治疗AD的作用机制，本研究采用透视电镜观察该方对海马区神经元突触的影响，发现该方可以显著改善大鼠海马区神经元和突触的超微结构，减轻神经元损伤。神经元存活状态与MAPK/ERK信号通路密切相关：在生理状态下，它可以通过基因表达、蛋白合成等参与神经细胞增殖分化、轴突生长、突触可塑性等[8, 12-13]。MAPK/ERK信号通路的主要激活途径之一是G蛋白偶联受体途径，G蛋白偶联受体可以通过Ras依赖性和Ras非依赖性通路激活ERK，由二酰甘油激活的PKC可以激活Raf-1，再激活ERK；PKC也可以通过激活Ras导致ERK激活来启动MAPK/ERK信号转导通路[31]。此外，环磷酸腺苷可以通过小G蛋白Rap1或者环磷酸腺苷依赖性蛋白激酶来激活B-Raf，从而激活ERK，被激活的ERK能够进一步激活多种下游效应因子，包括CREB、Bcl-2等，从而减缓AD的病理发展及细胞凋亡的发生[32]。然而，在病理状况下，Aβ1-42可以诱导ERK1/2持续活化，并促使半胱氨酸天冬氨酸特异性蛋白水解酶（Caspase）-3等凋亡因子活化，从而诱发神经细胞凋亡[33]。临床研究发现，晚期AD患者神经细胞胞体和斑块周围的神经细胞突起中出现ERK活化[34]。本研究结果显示，Aβ25-35诱导的AD大鼠模型海马区MEK1/2与ERK1/2蛋白表达增加，与此前报道一致。给予YSHZD后，ERK1/2蛋白表达明显降低，表明该方可以通过抑制ERK活化，阻止MAPK/ERK信号通路介导的神经毒性。但是，本课题组此前研究发现YSHZD又可显著促进与Ca2+信号相关的激酶PKC以及MAPK/ERK信号通路上游B-Raf蛋白的表达，并且显著升高Bcl-2/Bax比值[21]。由此可见，YSHZD既能够抑制ERK活化，阻止MAPK/ERK信号通路介导的神经毒性，又可以通过激活MAPK/ERK信号通路，促进突触重塑，抑制细胞凋亡，从而改善AD大鼠的认知功能。
综上所述，YSHZD可以通过调节MAPK/ERK信号通路提高神经细胞存活率，保护神经元突触，从而显著改善AD大鼠认知功能障碍。但正如上文所述，MAPK/ERK信号通路与神经元生存状态的关系相对复杂，需要围绕该信号通路进一步探讨YSHZD治疗AD的作用机制。
| [1] |
AOYAGI A, CONDELLO C, STÖHR J, et al. Aβ and tau prion-like activities decline with longevity in the Alzheimer's disease human brain[J]. Science Translational Medicine, 2019, 11(490): 8462. |
| [2] |
OGBODO J O, AGBO C P, NJOKU U O, et al. Alzheimer's disease: pathogenesis and therapeutic interventions[J]. Current Aging Science, 2022, 15(1): 2-25. |
| [3] |
张佳燚, 孙璐瑶, 曹津萌, 等. 阿尔茨海默病的发病机制及治疗新进展[J]. 河北师范大学学报(自然科学版), 2024, 48(4): 401-413. |
| [4] |
ROWAN M J, KLYUBIN I, WANG Q, et al. Synaptic memory mechanisms: Alzheimer's disease amyloid beta-peptide-induced dysfunction[J]. Biochemical Society Transactions, 2007, 35(Pt5): 1219-1223. |
| [5] |
ARENDT T. Synaptic degeneration in Alzheimer's disease[J]. Acta Neuropathologica, 2009, 118: 167-179. |
| [6] |
HUANG Y R, LIU R T. The toxicity and polymorphism of β-amyloid oligomers[J]. International Journal of Molecular Sciences, 2020, 21(12): 4477. |
| [7] |
CASCILLA R, CECCHI C. Calcium dyshomeostasis in Alzheimer's disease pathogenesis[J]. International Journal of Molecular Sciences, 2021, 22(9): 4914. |
| [8] |
MAIK-RACHLINE G, WORTZEL I, SEGER R. Alternative splicing of MAPKs in the regulation of signaling specificity[J]. Cells, 2021, 10(12): 3466. |
| [9] |
LEVENSON J M, O'RIORDAN K J, BROWN K D, et al. Regulation of histone acetylation during memory formation in the hippocampus[J]. Journal of Biological Chemistry, 2004, 279(39): 40545-40559. |
| [10] |
VILLARREAL J S, BAREA-RODRIGUEZ E J. ERK phosphorylation is required for retention of trace fear memory[J]. Neurobiology of Learning and Memory, 2006, 85(1): 44-57. |
| [11] |
IKEMOTO S. Brain reward circuitry beyond the mesolimbic dopamine system: a neurobiological theory[J]. Neuroscience and Biobehavioral Reviews, 2010, 35(2): 129-150. |
| [12] |
GOLDIN M, SEGAL M. Protein kinase C and ERK involvement in dendritic spine plasticity in cultured rodent hippocampal neurons[J]. European Journal of Neuroscience, 2003, 17(12): 2529-2539. |
| [13] |
SWANK M W, SWEATT J D. Increased histone acetyltransferase and lysine acetyltransferase activity and biphasic activation of the ERK/RSK cascade in insular cortex during novel taste learning[J]. Journal of Neuroscience, 2001, 21(10): 3383-3391. |
| [14] |
傅凯丽, 林翠茹, 张玉莲, 等. "益肾化浊方"治疗轻度阿尔茨海默病15例临床研究[J]. 江苏中医药, 2012, 44(8): 28-29. DOI:10.3969/j.issn.1672-397X.2012.08.016 |
| [15] |
ZHANG Y L, LIN C R, ZHANG L L, et al. Cognitive improvement during treatment for mild Alzheimer's disease with a Chinese herbal formula: a randomized controlled trial[J]. PLoS One, 2015, 10(6): e0130353. |
| [16] |
宋宛珊, 张玉莲, 周震, 等. 益肾化浊方对快速老化小鼠认知功能与海马神经元形态学的影响及机制[J]. 中国老年学杂志, 2016, 36(11): 2586-2590. DOI:10.3969/j.issn.1005-9202.2016.11.009 |
| [17] |
张玉莲, 崔远武, 周震, 等. 益肾化浊方对SAMP8小鼠学习记忆能力及海马神经元突触关键蛋白CREB的影响[J]. 中医杂志, 2014, 55(22): 1942-1946. |
| [18] |
宋宛珊, 王红秀, 张玉莲, 等. 益肾化浊方对AD大鼠海马突触形态及Ca2+相关激酶表达的影响[J]. 中国实验方剂学杂志, 2015, 21(15): 97-101. |
| [19] |
李强, 王凯, 孙伟明, 等. 益肾化浊方对阿尔茨海默病模型大鼠海马区Ca2+浓度及钙相关记忆蛋白表达的影响[J]. 时珍国医国药, 2018, 29(3): 546-549. |
| [20] |
王凯, 张琳琳, 宋宛珊, 等. 益肾化浊方对阿尔茨海默病模型大鼠海马区BDNF及其受体TrkB蛋白表达的影响[J]. 中国实验方剂学杂志, 2015, 21(5): 111-114. |
| [21] |
徐家淳, 王凯, 覃启京, 等. 益肾化浊方对阿尔茨海默病大鼠Bcl-2/Bax及α分泌酶蛋白可溶性淀粉酶前体蛋白α表达的影响[J]. 中国老年学杂志, 2016, 36(23): 5769-5771. DOI:10.3969/j.issn.1005-9202.2016.23.001 |
| [22] |
LÓPEZ-TOLEDANO M A, SHELANSKI M L. Neurogenic effect of beta-amyloid peptide in the development of neural stem cells[J]. Journal of Neuroscience, 2004, 24(23): 5439-5444. |
| [23] |
杨晓娟, 张生林, 陈芸, 等. 新型复合式老年痴呆动物模型的建立[J]. 中西医结合心脑血管病杂志, 2006, 4(4): 318-320. DOI:10.3969/j.issn.1672-1349.2006.04.019 |
| [24] |
魏伟, 吴希美, 李元建. 药理实验方法学[M]. 北京: 人民卫生出版社, 2010: 1698.
|
| [25] |
王德生, 张守信. 老年性痴呆[M]. 北京: 人民卫生出版社, 2009: 497.
|
| [26] |
GORELICK P B, SCUTERI A, BLACK S E, et al. Vascular contributions to cognitive impairment and dementia: a statement for healthcare professionals from the american heart association/american stroke association[J]. Stroke, 2011, 42(9): 2672-2713. |
| [27] |
ALMKVIST O. Neuropsychological features of early Alzheimer's disease: preclinical and clinical stages[J]. Acta Neurologica Scandinavica Supplement, 1996, 165: 63-71. |
| [28] |
HARRINGTON M G, CHIANG J, POGODA J M, et al. Executive function changes before memory in preclinical Alzheimer's pathology: a prospective, cross-sectional, case control study[J]. PLoS One, 2013, 8(11): e79378. |
| [29] |
TERRY R D, KATZMAN R. Life span and synapses: will there be a primary senile dementia?[J]. Neurobiology of Aging, 2001, 22(3): 347-348. |
| [30] |
LI S, SELKOE D J. A mechanistic hypothesis for the impairment of synaptic plasticity by soluble Aβ oligomers from Alzheimer's brain[J]. Journal of Neurochemistry, 2020, 154(6): 583-597. |
| [31] |
TRIPATHI D K, POLURI K M. Molecular insights into kinase mediated signaling pathways of chemokines and their cognate G protein coupled receptors[J]. Frontiers in Bioscience(Landmark Edition), 2020, 25(7): 1361-1385. |
| [32] |
乔廷廷, 王禹, 崔玉环, 等. ERK信号通路在阿尔茨海默病中的研究进展[J]. 医学综述, 2022, 28(3): 422-427. DOI:10.3969/j.issn.1006-2084.2022.03.002 |
| [33] |
CHONG Y H, SHIN Y J, LEE E O, et al. ERK1/2 activation mediates Abeta oligomer-induced neurotoxicity via caspase-3 activation and tau cleavage in rat organotypic hippocampal slice cultures[J]. Journal of Biological Chemistry, 2006, 281(29): 20315-20325. |
| [34] |
WEBSTER B, HANSON L, ADAME A, et al. Astroglial activation of extracellular-regulated kinase in early stages of Alzheimer disease[J]. Journal of Neuropathology and Experimental Neurology, 2006, 65(2): 142-151. |